Reunión organizada por la Sociedad Española de Quimioterapia (SEQ) y

                                 Asociación Española de Hematología y Hemoterapia (AEHH) 

Fecha: 15 de Abril de 2010

Lugar: Colegio Oficial de Médicos de Madrid
       C/ Santa Isabel , 51 Madrid. (como llegar)

                                            Teléfono de información: 91 3941512 

                                         Programa y boletín de inscripción

Programa: 

11.00 -11.15 Presentación:

       Directores de la reunión: Dr. J.A. García Rodríguez y Dr. M.A Sanz  

11.15 – 13.15 Infecciones fúngicas (Moderador: Dr. J. Prieto) 

• FC/FD de los antifúngicos. Dr. M. Salavert
• Indicaciones de tratamiento antifúngico empírico y dirigido. Dra. M. Rovira
• Profilaxis de la infección fúngica. Dr. C. Vallejo

13.15 – 15.00 Comida  

15.00 – 17.00 Infecciones por microorganismos grampositivos (Moderador: Dra. M. L. Vázquez López) 

• Estado actual de las resistencias en microorganismos grampositivos. Dr. R. Cantón
• Nuevos antibióticos frente a microorganismos grampositivos. Dr. J. Barberán
• Indicaciones de tratamiento empírico frente a microorganismos grampositivos. Dr. J. Mensa

17.00 – 17.30 Café

17.30 – 19.30  Infecciones por microorganismos gramnegativos (Moderador: Dr. E. Carreras) 

• FC/FD de los nuevos antibióticos frente a bacilos gramnegativos. Dr. J. R. Azanza
• Nuevos antibióticos frente a bacilos gramnegativos. Dr. A. Soriano
• Pautas de tratamiento antibiótico empírico en el paciente con neutropenia y fiebre. Dr. J. M. Aguado

  19.30 – 20.00 Conclusiones (Dr. J. J. Picazo)

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• Aspectos microbiológicos de los glucopéptidos y las oxazolidinonas
• Farmacocinética comparada de glucopéptidos y oxazolidinonas
• Aportaciones microbiológicas de los cetólidos
• Mecanismo de acción de los cetólidos y aparición de resistencias
• Eficacia terapéutica de los cetólidos
• Conducta terapéutica ante infecciones hospitalarias y de la comunidad por grampositivos

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Aspectos microbiológicos de los glucopéptidos y las oxazolidinonas

C. Betriu Cabeceran

Servicio de Microbiología Clínica, Hospital Clínico San Carlos, Madrid

Mecanismo De Acción De Los Glucopéptidos

Los glucopéptidos son un grupo de antimicrobianos con estructura peptídica que presentan un espectro de actividad similar, restringido a las bacterias grampositivas aerobias y anaerobias. En las dos últimas décadas han adquirido una mayor importancia en el tratamiento de las infecciones causadas por microorganismos grampositivos multirresistentes. La vancomicina y la teicoplanina son los únicos antibióticos de este grupo actualmente disponibles; otros glucopéptidos en estudio son la decaplanina, LY 333328 (oritavancina), MDL 62208, MDL 62211, MDL 62879 y Bi 397.

La vancomicina, producida por Streptomyces orientalis, se introdujo en el mercado en 1958. Sin embargo, debido a su toxicidad y a la aparición de penicilinas resistentes a las penicilinasas, se utilizó poco. Posteriormente, el considerable aumento de la resistencia a la meticilina de Staphylococcus aureus y a los betalactámicos en otros grampositivos, así como la obtención de preparados más purificados con la consiguiente disminución de efectos indeseables, han hecho que su utilización haya aumentado.

La teicoplanina, producida por Actynoplanes teichomycetus, en un principio se denominó teicomicina A2 y presenta una estructura semejante a la de la vancomicina. Su mecanismo de acción consiste en inhibir la síntesis de la pared bacteriana, impidiendo la polimerización del peptidoglicano de la pared celular. Concretamente, los glucopéptidos se unen al terminal D-alanil-d-alanina del pentapéptido precursor del peptidoglicano mediante cinco puentes de hidrógeno. Secundariamente, al inhibir el crecimiento celular alteran la permeabilidad celular y la síntesis de RNA. Son bactericidas frente a la mayoría de los microorganismos grampositivos, exceptuando los enterococos. Actúan solamente sobre microorganismos en crecimiento activo. Presentan actividad frente a los microorganismos grampositivos aerobios y anaerobios (estafilococos, estreptococos, Corynebacterium diphteriae, Listeria monocytogenes, cocos anaerobios, Clostridium spp., Eubacterium spp. y Actynomyces spp.).

Resistencias A Los Glucopéptidos

Los primeros aislamientos de enterococos resistentes a la vancomicina se describieron en Inglaterra en 1988, y desde entonces se han aislado en numerosos países. En la actualidad, su incidencia varía según la localización geográfica. En Estados Unidos es donde hay una mayor proporción de enterococos resistentes a la vancomicina. Según los datos del estudio internacional SENTRY (1), correspondiente al periodo 1997-1999, en el que se incluyeron casi 5000 aislamientos de enterococos, el porcentaje de aislamientos resistentes a la vancomicina en Estados Unidos en 1999 fue del 17%, mientras que en Europa y en otras áreas geográficas las tasas de resistencia a la vancomicina fueron muy pequeñas (entre el 1% y el 3%), y no cambiaron significativamente a lo largo del periodo estudiado.

La resistencia de los enterococos a los glucopéptidos se ha clasificado en diferentes fenotipos; hasta el momento actual se han descrito seis: VanA, VanB, VanC, VanD, VanE y VanG.

Los estafilococos coagulasa negativos (Staphylococcus haemolyticus y Staphylococcus epidermidis, principalmente) resistentes a los glucopéptidos se empezaron a describir en 1981, siendo más común la resistencia a la teicoplanina que a la vancomicina. Posteriormente se han comunicado, entre los S. aureus resistentes a la meticilina (SARM), los siguientes tipos de aislamientos:

– Cepas GISA: S. aureus resistentes a la meticilina y con sensibilidad disminuida a la vancomicina (CMI 8-16 mg/l) o a la teicoplanina (CMI 16 mg/l). El primer aislamiento se describió en Japón en 1997 (2) y posteriormente se han comunicado otros aislamientos con las mismas características en Estados Unidos, Francia, Hong-Kong y Corea (3-8).

– Cepas heteroGISA: S. aureus sensibles a la vancomicina pero que contienen subpoblaciones (frecuencia 1 ´ 10-6 colonias) que crecen en presencia de vancomicina >4 mg/l. Se han aislado cepas heterorresistentes a los glucopéptidos en zonas geográficas donde la prevalencia de SARM es alta. Sin embargo, la incidencia de h-GISA es muy variable (9-11). El significado clínico de estas cepas no está claro; se ha sugerido que los h-GISA podrían ser precursores de GISA y pueden estar, en algunos casos, asociados con fracasos terapéuticos.

La disminución de la sensibilidad a la vancomicina en SARM no parece deberse a la transferencia de genes de los enterococos resistentes a la vancomicina, sino que podría estar producida por un proceso de selección gradual debido a la presión selectiva ejercida por el antibiótico.

En un modelo experimental de meningitis por una cepa de Streptococcus pneumoniae tolerante a la vancomicina se produjo fracaso terapéutico (12). Recientemente se ha comunicado un caso de fracaso clínico con vancomicina en un paciente con meningitis del cual se aisló una cepa de neumococo tolerante a la vancomicina (13). En un estudio llevado a cabo en Suecia (14) se detectaron tres cepas tolerantes a la vancomicina de un total de 116 neumococos. En España no se ha encontrado, por ahora, ninguna cepa de neumococo con estas características (15).

A lo largo de los últimos 15 años ha aumentado la incidencia de infecciones por microorganismos grampositivos multirresistentes, entre los que se incluyen S. pneumoniae resistente a la penicilina y que presenta, además, resistencia a cefalosporinas, macrólidos, tetraciclinas y cotrimoxazol; S. aureus resistente a meticilina; S. aureus con sensibilidad disminuida a la vancomicina o con heterorresistencia a la vancomicina; estafilococos coagulasa negativos resistentes a los glucopéptidos y enterococos resistentes a los glucopéptidos. La aparición y el aumento de estas resistencias ha dado lugar a una mayor preocupación por el uso adecuado de los antibióticos y ha creado la necesidad de contar con nuevos fármacos.

Mecanismo De Accioón De Las Oxazolidinonas

Descubiertas en 1987, las oxazolidinonas son quimioterápicos obtenidos por síntesis que comparten una estructura básica bicíclica, la feniloxazolidin-2-ona. Linezolid (PNU-100766) y eperezolid (PNU-100592), los dos primeros miembros de esta familia, son muy similares. Presentan biodisponibilidad por vía oral y parenteral. Son bacteriostáticos frente a estafilococos y enterococos, y pueden ser bactericidas frente a algunos estreptococos, incluyendo S. pneumoniae.

Actúan inhibiendo la síntesis de proteínas. Se unen a la subunidad 50S e impiden la formación del complejo de iniciación entre la subunidad 30S o 70S, el RNAm, los factores de iniciación IF2 e IF3, y la f-Met-RNAt. Estos compuestos son únicos, actúan al principio de la traducción. Aunque el cloranfenicol y la lincomicina compiten por el punto de unión ribosómico, se ha visto que el mecanismo de las oxazolidinonas es diferente. El cloranfenicol y la lincomicina actúan sobre la elongación (actividad peptidiltransferasa) y la terminación de la traducción, mientras que las oxazolidinonas no intervienen en estas fases.

El linezolid ha sido aprobado recientemente para el tratamiento de las neumonías e infecciones de piel y estructuras cutáneas. Su espectro de actividad incluye a estreptococos, enterococos, estafilococos, bacilos grampositivos como L. monocytogenes, Corynebacterium spp., Bacillus spp., Nocardia spp., Rhodococcus spp., Mycobacterium tuberculosis, cocos grampositivos anaerobios y especies de Clostridium. Presenta cierta actividad frente a algunas bacterias gramnegativas aerobias, como Haemophilus influenzae, Moraxella catarrhalis, Bordetella pertussis, Legionella spp. y Neisseria gonorrhoeae, y sobre algunos bacilos gramnegativos anaerobios (Bacteroides spp., Prevotella spp. y Fusobacterium spp.). El NCCLS todavía no ha establecido los puntos de corte para el linezolid. De acuerdo con las características farmacocinéticas, se consideran las cepas sensibles cuando la CMI es <4 mg/l.

El linezolid es activo frente a microorganismos grampositivos resistentes a otros antimicrobianos. Presenta una buena actividad frente a SARM, comparable a la de la vancomicina y la teicopianina, y no se ha detectado resistencia cruzada con otros antibióticos (16-19). Se ha comprobado también la excelente actividad del linezolid frente a enterococos, independientemente de su sensibilidad a la vancomicina o del fenotipo de resistencia (CMI50 1-2 mg/l y CMI90 2-4 mg/l) (17, 20).

El linezolid presenta similar actividad frente a los neumococos sensibles a la penicilina y frente a los que tienen resistencia intermedia o son resistentes (17, 20). A una concentración <2 mg/l el linezolid inhibe el crecimiento de los estreptococos (Streptococcus pyogenes, Streptococcus agalactiae y S. pneumoniae) resistentes a la eritromicina (19), lo que hace que este nuevo antimicrobiano pueda ser considerado una alternativa válida para el tratamiento de las infecciones ocasionadas por estreptococos resistentes a la eritromicina.

En estudios realizados con bacterias anaerobias (21, 22), el linezolid ha mostrado una mayor actividad frente a Fusobacterium spp., y los valores más altos de CMI50 se observaron frente a Bacteroides fragilis, especies de Prevotella y Clostridium difficile.

En un estudio llevado a cabo con estreptococos de los grupos C y G, en el cual el 75% de las cepas eran tolerantes a la vancomicina, el linezolid mostró buena actividad frente a todos los estreptococos estudiados, con unos valores de CMI50 y CMI90 de 2 mg/l (23). Dada la excelente actividad mostrada por el linezolid, este antibiótico podría ser considerado como monoterapia o en asociación con otros agentes en el tratamiento de las infecciones invasoras por estreptococos de los grupos C y G en pacientes de alto riesgo y que no puedan ser tratados con penicilina.

El linezolid ha mostrado una ligera actividad frente a M. catarrhalis (CMI50 4 mg/l, CMI90 16 mg/l) y limitada actividad frente a H. influenzae (CMI50 16 mg/l, CMI90 32 mg/l) (17).

La presencia de genes que confieren resistencia a los antimicrobianos que inhiben la síntesis de proteínas no influye en la actividad in vitro del linezolid frente a los cocos grampositivos. Se ha comprobado que el linezolid es activo frente a Enterococcus faecalis y S. aureus resistentes a los macrólidos, estreptograminas, tetraciclinas, cloranfenicol o aminoglucósidos (24).

La resistencia in vitro no se ha podido inducir fácilmente en bacterias grampositivas como S. aureus y S. epidermidis tras la exposición a concentraciones de linezolid de 2, 4 y 8 veces la CMI (25). Sin embargo, aunque es difícil que se produzcan resistencias, se ha comunicado la aparición de resistencia a linezolid en dos pacientes durante el protocolo de uso compasivo (26). Los pacientes recibieron 4 o 6 semanas de tratamiento para una infección por Enterococcus faecium de evolución clínica complicada. Presentaron bacteriemia y eran portadores de catéteres permanentes desde hacía mucho tiempo y que no se podían retirar. En abril de 2001, Gonzales y cols. (27) describieron cinco casos de pacientes con infección por enterococos resistentes a la vancomicina resistentes al linezolid; todos habían recibido tratamiento prolongado con este antibiótico (21 a 40 días). Posteriormente se ha comunicado el primer aislamiento de SARM resistente al linezolid (28).

Bibliografía

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24. Fines, M., Leclercq, R. Activity of linezolid against Gram-positive cocci possessing genes conferring resistance to protein synthesis inhibitors. J Antimicrob Chemother 2000; 45: 797-802.

25. Zurenko, G.E., Yagi, B.H., Schaadt, R.D. y cols. In vitro activities of U-100592 and U-100766, novel oxazolidinone antibacterial agents. Antimicrob Agents Chemother 1996; 40: 839-845.

26. Zurenko, G.E., Todd, W.M., Hafkin, B.A. Development of linezolid-resistant Enterococcus faecium in two compassionate use program patients treated with linezolid. 39th Annual Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC), San Francisco 1999.

27. Gonzales, R.D., Schreckenberger, P.C., Graham, M.B., Kelkar, S., DenBesten, K., Quinn, J.P. Infections due to vancomycin-resistant Enterococcus faecium resistant to linezolid. Lancet 2001; 357: 1179.

28. Tsiodras, S., Gold, H.S., Sakoulas, G. y cols. Linezolid resistance in clinical isolate of Staphylococcus aureus. Lancet 2001; 358: 207-208.

Índice

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Farmacocinética comparada de glucopéptidos y oxazolidinonas

J.R. Azanza Perea

Servicio de Farmacología Clínica, Clínica Universitaria de Navarra, Universidad de Navarra, Pamplona

Los glucopéptidos y las oxazolidinonas son dos familias de antibacterianos de gran importancia puesto que presentan una actividad notable frente a cocos grampositivos, incluidas las cepas resistentes a otros fármacos. El grupo de los glucopéptidos está formado en la actualidad por dos componentes, vancomicina y teicoplanina, que presentan estructuras químicas muy complicadas, de gran tamaño e importante peso molecular, en las que existen azúcares y estructuras peptídicas, algunas de ellas halogenadas. El linezolid es, al contrario, una estructura química mucho más sencilla y reducida de tamaño perteneciente al grupo de las oxazolidinonas.

De sus estructuras químicas se deduce que van a existir diferencias en el comportamiento general de estos fármacos en cuanto a farmacocinética. La vancomicina y la teicoplanina presentan cierta similitud en alguno de los apartados farmacocinéticos, como puede ser la vía de eliminación o algunas de las características de la distribución, mientras que el linezolid va a tener un perfil distinto.

En la Tabla 1 se describen los parámetros farmacocinéticos obtenidos tras la administración por vía intravascular (intravenosa) de estos tres fármacos. Se aprecia una diferencia importante en el valor de la concentración plasmática máxima (Cmáx), que en el caso de la teicoplanina resulta muy superior a la alcanzada con dosis semejantes de linezolid o vancomicina, incluso aun cuando se corrijan en relación con la dosis administrada. El volumen de distribución es relativamente semejante, lo cual no deja de ser sorprendente si se considera que la fijación de la teicoplanina a las proteínas plasmáticas es muy elevada y claramente superior a la de los otros dos. Además, existen diferencias notables en el aclaramiento, que en el caso de la teicoplanina resulta entre 7 y 10 veces menor que el de la vancomicina y el linezolid, en relación con el mayor tiempo de permanencia en plasma motivado por la fijación a las proteínas. Si se revisan uno a uno los parámetros farmacocinéticos específicos correspondientes a absorción, distribución y eliminación, se pueden explicar las diferencias de interés más práctico.

Absorción

Hay que partir de la consideración de que no es posible administrar la vancomicina por vía intramuscular por su toxicidad para los tejidos. Además, presenta una fracción biodisponible (f) por vía oral inferior al 10%. Ambos hechos suponen que este fármaco sea de uso exclusivo por vía intravenosa, al menos cuando se pretende alcanzar concentraciones plasmáticas óptimas (1, 2). En el extremo opuesto se sitúa el linezolid, que presenta una fracción biodisponible, administrado por vía oral, que puede incluso superar al 100%, y que además tiene una velocidad de absorción elevada, como muestra el valor de la tmáx, situado entre 1 y 2 horas (3, 4). Esta característica permite asegurar la consecución de concentraciones plasmáticas similares con independencia de la vía de administración (oral o intravenosa), lo que a su vez explica la presencia de áreas bajo la curva intravenosa y oral semejantes, siempre que la dosis administrada sea similar. La administración conjunta de linezolid junto con alimentos reduce ligeramente la Cmáx, pero sin que aparentemente tenga repercusión práctica (5).

La teicoplanina se sitúa en un término intermedio, puesto que aunque como la vancomicina es un fármaco con una absorción por vía oral muy deficiente, resulta factible su administración por vía intramuscular y presenta una fracción biodisponible que supera el 90%, con una tmáx de 1 a 3 horas. Al igual que en el caso anterior, esta circunstancia supone que se alcancen concentraciones plasmáticas máximas y áreas bajo la curva muy similares tras la administración intravascular y oral (6, 7).

Probablemente, la mayor repercusión práctica de las diferencias en los parámetros de absorción se concretan en la posibilidad de realizar tratamiento secuencial, vía intravenosa/oral para el linezolid e intravenosa/intramuscular para la teicoplanina, lo que sin duda puede repercutir en la duración del tratamiento hospitalario.

Distribuición

Cualquier lector con cierta formación en farmacocinética ha podido advertir que existe cierta incoherencia en los comentarios realizados al inicio de este breve texto, cuando se señala que el volumen de distribución de la teicoplanina es parecido al de la vancomicina y el linezolid cuando el primero de ellos circula en plasma fijado a proteínas con gran intensidad y, fruto de ello, alcanza una concentración plasmática superior a los otros. La incoherencia puede acrecentarse si se calcula la magnitud del Vd de los tres fármacos basándose en la dosis administrada y la concentración plasmática alcanzada (5, 8, 9). La explicación de este contrasentido tiene su base en el uso, en este caso para teicoplanina, del valor del Vdss, es decir, del calculado cuando se ha alcanzado el equilibrio de distribución. La realidad es que la teicoplanina presenta una curva de concentraciones plasmáticas, incluso cuando se administra en bolo intravenoso, en la que se pueden identificar hasta tres subcurvas (Fig. 1). En la primera de ellas se produce una caída rapidísima de las concentraciones plasmáticas, que no puede justificarse en ningún caso por la eliminación, pues el aclaramiento de este fármaco es muy reducido, y por consiguiente sólo se explica por la rápida difusión del fármaco a los tejidos. Esta primera fase es tan rápida que la semivida de la teicoplanina, calculada de forma específica para esta fase, es de 20 a 30 minutos, lo que de hecho significa que en 30 minutos la concentración plasmática de teicoplanina se reduce a la mitad, porque una parte del fármaco ha sido capaz de difundir a los tejidos a pesar del elevado porcentaje de fijación a las proteínas (9). Tras los primeros minutos la curva de concentraciones cambia de pendiente, se suaviza, y se inicia con ello otra fase que dura más tiempo, 2-3 horas, en las que se puede estimar una semivida de 1,6 a 4 horas. En ésta parecen coexistir dos componentes; por un lado, el fármaco presente en el plasma puede empezar a ser eliminado, y por otro continúa el proceso de distribución. Este último es, en estos momentos, un poco especial, puesto que el fármaco estará pasando desde el compartimiento periférico superficial, al que ha distribuido con gran velocidad, al compartimiento periférico profundo, y la cantidad difundida a éste permitirá la difusión de la teicoplanina desde el plasma al compartimiento periférico en un proceso secuencial en el cual los gradientes de concentraciones adquieren importancia. Lógicamente, este proceso es más lento que el anterior, y de ahí que la curva se suavice. Posteriormente la curva sufre un notable aplanamiento, hasta el punto de que la semivida calculada para esta fase puede superar las 140 horas.

Figura 1.

El valor del Vd va a depender entonces del tiempo elegido para su cálculo. Si se utiliza el mismo sistema que con otro fármaco y se utiliza la Cmáx real, la cifra será muy pequeña, lo que sin duda no expresa la realidad distributiva; en cambio, si se calcula tras la fase de distribución y en el estado de equilibrio, la cifra adquiere un valor representativo. Esta explicación justifica que, en realidad, las concentraciones hísticas alcanzadas por la teicoplanina sean adecuadas a pesar de su elevada fijación proteica, y que únicamente en aquellos tejidos con problemas habituales en la distribución de fármacos, como el tejido adiposo o el LCR, se pueda encontrar una concentración reducida con la dosis habitual. En esta misma situación se sitúa la vancomicina, mientras que la teicoplanina alcanza concentraciones hísticas más elevadas, y especialmente llamativo es el hecho de que entre ellas se encuentre el LCR.

Eliminación

La eliminación de estos fármacos desde el plasma se realiza de forma rápida, especialmente en el caso del linezolid y la vancomicina, y mucho más lentamente la teicoplanina. Precisamente, este aclaramiento reducido, en relación con una fijación a proteínas elevada, es el que justifica que la semivida de eliminación de este fármaco sea diez veces superior a la que alcanzan el linezolid o la vancomicina.

Cuando se estudia el aclaramiento renal de estos fármacos se objetiva que, en el caso de la vancomicina y la teicoplanina, su valor es muy próximo al del aclaramiento total, lo que expresa que ambos fármacos se eliminan casi en su totalidad por la orina en su forma activa. En el caso del linezolid el aclaramiento renal supone cifras próximas o inferiores al 50% del total, por lo que se puede considerar la existencia de metabolismo que se concreta en la oxidación del anillo morfolino con la formación de hasta dos metabolitos inactivos en ambos casos, que se eliminan por la orina y por las heces. Es llamativo que el proceso metabólico del linezolid se realice por oxidación no microsomal, lo cual excluye a este fármaco de la posibilidad de que pueda estar implicado en interacciones por participación de las diferentes isoenzimas del CYP450 (10, 11).

Es bien conocido que la insuficiencia renal modifica de forma muy importante la cinética de eliminación de la vancomicina, hasta el punto de que, en relación con la toxicidad de este fármaco, se recomiende el ajuste posológico en los pacientes que presentan esta anomalía, según la monitorización de las concentraciones plasmáticas, con el fin de evitar la toxicidad dependiente de la concentración (12). En el caso de la teicoplanina se recomienda ajustar la dosis cuando el aclaramiento de creatinina es inferior a 25 ml/min (13), mientras que con el linezolid no se precisa ajustar la posología en caso de insuficiencia renal (14).

Bibliografía

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Mecanismo de acción de los cetólidos y aparición de resistencias

C. Gimeno Cardona

Servicio y Departamento de Microbiología, Hospital Clínico y Facultad de Medicina de Valencia

 

Los antibióticos macrólidos se han utilizado desde mediados del siglo pasado para el tratamiento de distintos tipos de procesos infecciosos, especialmente las infecciones de vías respiratorias, que en la actualidad siguen siendo una causa importante de mortalidad al originar alrededor de 50 millones de muertes al año, según la OMS.

Como ha venido ocurriendo en general en el campo de la quimioterapia, diferentes son los motivos que hacen necesaria la búsqueda de nuevos agentes con el objeto de mejorar el perfil de los ya existentes. Entre estas razones cabe destacar la necesidad de compuestos con una actividad antimicrobiana superior, de más amplio espectro, capaces de vencer eficazmente las resistencias y con una mejor farmacología.

Los cetólidos constituyen un nuevo grupo de antimicrobianos, derivados de los macrólidos, aparecidos por primera vez en la década de 1990 en congresos y reuniones de quimioterapia (1). Su denominación proviene de la sustitución de un grupo ceto en posición 3 del anillo macrólido en lugar del azúcar cladinosa presente en la eritromicina, el antibiótico tipo del grupo. Numerosos han sido los compuestos diseñados hasta ahora, de los cuales los más activos son los que poseen en posición C11-C12 un grupo carbamato (carbamato cetólidos). Dentro de este grupo, dos son los antimicrobianos más desarrollados: telitromicina y ABT-773 (2). El mecanismo de acción es, igual que en los macrólidos, la inhibición de la síntesis proteica en la subunidad 50s de los ribosomas bacterianos, si bien existen algunas diferencias en la interacción con los ribosomas.

Las aportaciones microbiológicas de los cetólidos pueden ser estudiadas desde tres puntos de vista: actividad in vitro, capacidad bactericida y estudio del efecto postantibiótico, y por último características farmacocinéticas favorecedoras de la acción frente a los microorganismos.

Actividad In Vitro

Microorganismos grampositivos

Streptococcus pneumoniae

Los resultados obtenidos en los diferentes trabajos sugieren que los cetólidos tienen un efecto antineumocócico superior al de los macrólidos y otros antimicrobianos disponibles. La actividad es independiente de su sensibilidad o resistencia a la penicilina. Mantienen una alta actividad frente a S. pneumoniae resistente a los macrólidos, bien sea por el mecanismo de la alteración de la diana mediante la producción de metilasa (MLSB) o bien por expulsión activa, si bien se ven más afectados por el primero (3, 4).

Streptococcus pyogenes

Mantienen una alta actividad frente al estreptococo beta hemolítico del grupo A, mostrando unas excelentes cifras de CMI en las cepas sensibles a los macrólidos. Estas cifras aumentan en las cepas resistentes mediante el mecanismo de expulsión activa y son más altas en las productoras de metilasa, encontrándose aislamientos resistentes a los cetólidos (aquellos S. pyogenes que expresan el gen ermB de forma constitutiva) (5).

Staphylococcus aureus

Los cetólidos muestran actividad in vitro muy buena frente a S. aureus sensible a los macrólidos, y aunque mantienen su actividad frente a las cepas que expresan la resistencia MLSB de tipo inducible, son inactivos frente a aquellos aislamientos con resistencia MLSB constitutiva.

Otros microorganismos grampositivos

Los cetólidos presentan una buena actividad frente a los enterococos sensibles a los macrólidos, si bien no son efectivos frente a los enterococos resistentes a éstos.

Frente a los estreptococos del grupo viridans (S. mitis, S. oralis, S. sanguis, etc.), este grupo de antimicrobianos muestra una excelente actividad, independientemente del comportamiento de las cepas frente a los macrólidos clásicos (6).

Los cetólidos también poseen una excelente actividad in vitro frente a especies de los géneros Lactobacillus, Pediococcus y Leuconostoc, siendo hasta diez veces más activos que los macrólidos clásicos y muy superiores a otros antimicrobianos, como los betalactámicos y las quinolonas.

En resumen, los cétolidos presentan una potencia antimicrobiana in vitro superior a la de los macrólidos (en ocasiones más de cuatro veces) frente a los microorganismos grampositivos más comúnmente aislados en infecciones respiratorias, sensibles a macrólidos, y mantienen una gran actividad frente un importante número de patógenos respiratorios grampositivos resistentes a los macrólidos.

Microorganismos gramnegativos

Frente a Haemophilus influenzae y Moraxella catarrhalis los cetólidos exhiben una notable actividad in vitro, similar a la de azitromicina, el macrólido más efectivo frente a estos patógenos (7).

Otros microorganismos

Los microorganismos intracelulares relacionados con la producción de neumonías, como Legionella pneumophila, Chlamydia pneumoniae y Mycoplasma pneumoniae, también son inhibidos por los cetólidos, mostrando actividad similar a la de los macrólidos, a excepción de frente a Mycoplasma pneumoniae, que se inhiben con una CMI más baja con los cetólidos.

Microorganismos anaerobios

Los trabajos realizados in vitro estudiando la actividad de los cetólidos frente a anaerobios han revelado resultados discrepantes según el microorganismo en cuestión, ya que se han encontrado buenos resultados frente a Propionibacterium spp., Peptostreptococcus spp., PorphyromonasPrevotella spp. y algunas especies de Clostridium como C. perfringens; sin embargo, su acción es reducida en Clostridium difficile y Bacteroides grupo fragilis. spp.,

Otro aspecto importante a considerar, además de su actividad in vitro, es la capacidad bactericida de este grupo de antimicrobianos en comparación con los macrólidos clásicos, que son primariamente bacteriostáticos. Se han realizado estudios de actividad bactericida con los patógenos más comúnmente aislados, como S. pneumoniae, S. pyogenes, H. influenzae y M. catarrhalis. Estos estudios demuestran que los resultados dependen de las concentraciones y de las cepas estudiadas. Así, frente a S. pneumoniae se han encontrado buenos resultados bactericidas a las 12 y 24 horas a concentraciones de dos veces la CMI (8), y esta cinética es más temprana a concentraciones que superan diez veces la CMI. Se han encontrado similares resultados con S. pyogenes, aunque con una cinética bactericida más lenta y dependiendo del mecanismo de resistencia presente en la cepa. Los ensayos realizados con H. influenzae y M. catarrhalis muestran que los cetólidos, a concentraciones que doblan la CMI, poseen una cinética lenta, siendo ésta más rápida cuando las concentraciones probadas son cuatro veces la CMI (7).

Por otro lado, distintos trabajos han demostrado un significativo efecto postantibiótico frente a la mayoría de los patógenos respiratorios. Estos resultados están igualmente en dependencia de la concentración utilizada, pero puede alcanzar las 8 horas en S. pneumoniae sensible o resistente a los macrólidos y en H. influenzae y M. catarrhalis productores o no de betalactamasas (9).

Por último, es imprescindible señalar que además de las propiedades antimicrobianas en sí, todos los agentes antiinfecciosos deben poseer unas características farmacocinéticas idóneas para su uso en la práctica clínica, con unos parámetros adecuados en posología, concentración máxima, área bajo la curva, difusión a tejidos y penetración intracelular (10). Los cetólidos poseen unas propiedades farmacocinéticas adecuadas que coadyuvan tanto a la curación del proceso infeccioso como al cumplimiento del tratamiento.

En resumen, la excelente actividad in vitro, la baja tasa de resistencias y su idónea farmacocinética hacen de los cetólidos una alternativa eficaz en el tratamiento de las infecciones de vías respiratorias.

Bibliografia

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Aportaciones microbiológicas de los cetólidos

D. Domingo

Servicio de Microbiología, Hospital Universitario de La Princesa, Madrid

 

El incremento de la resistencia a los macrólidos entre los patógenos respiratorios, especialmente Streptococcus pneumoniae, ha motivado la necesidad de disponer de nuevos agentes antimicrobianos que también sean eficaces frente a los aislamientos resistentes a los antimicrobianos del grupo MLSBin vitro e in vivo frente a patógenos respiratorios como S. pneumoniae, Haemophilus influenzae, Moraxella catarrhalis y Streptococcus pyogenes, muchos de los cuales son resistentes a los betalactámicos y los macrólidos. La actividad antimicrobiana de los cetólidos se extiende a patógenos respiratorios atípicos como Mycoplasma pneumoniae, Legionella spp. y Chlamydia spp. (2). (macrólidos, lincosamidas y estreptograminas del grupo B) y presenten un menor potencial para seleccionar o inducir resistencias. Un producto de este esfuerzo son los cetólidos, que son la última generación de antimicrobianos derivados del anillo macrolactona de 14 átomos (1). Los cetólidos tienen una potente actividad

La característica principal que define a los cetólidos es el cambio del azúcar cladinosa en el carbono 3 por un grupo ceto (de ahí el nombre genérico del grupo). Esto se ha conseguido reemplazando el grupo cladinosa de la eritromicina, dejando un grupo 3-hidroxilo, que es posteriormente oxidado para formar un derivado ceto; además, se añade un grupo metilo en la posición C6 (como en la claritromicina) para mejorar la estabilidad a pH ácido y prevenir el proceso de hemicetalización interna. Se creía que el azúcar l-cladinosa era necesario para la actividad antimicrobiana de los macrólidos de 14 átomos, y de hecho, en su ausencia y sin otras modificaciones, la retirada de este azúcar de la molécula de claritromicina, azitromicina y roxitromicina da lugar a la pérdida de actividad antimicrobiana. Sin embargo, la pérdida de la cladinosa puede ser compensada de forma adecuada por las modificaciones en otras posiciones del anillo macrolactónico. Éste es el caso de los cetólidos telitromicina (1) y ABT-773 (3), ambos con un grupo carbamato en C11/C12 del anillo macrolactona. La telitromicina (anteriormente HMR 3647), recientemente aprobada en Europa, y el HMR 3004 tienen una extensión alquil-aril en el grupo carbamato. El cetólido ABT-773, actualmente en fase de ensayo clínico, tiene una extensión semejante localizada en la posición 6 del anillo. A pesar de las diferencias en las posiciones de las extensiones en el anillo lactónico, los cetólidos interaccionan con sus dianas en el ribosoma bacteriano de forma similar (4). En contraste con los macrólidos de 14 y 15 átomos, los cetólidos no inducen resistencia MLSB, y esta propiedad está ligada a la ausencia del azúcar l-cladinosa.

Mecanismo De Acción

Los cetólidos y los antimicrobianos del grupo MLSB ejercen su acción antimicrobiana impidiendo la translación del RNA mensajero (RNAm) para sintetizar proteínas (5). Los ribosomas están compuestos de dos subunidades, 30S y 50S, que constan a su vez de RNA ribosómico (RNAr) y proteínas ribosómicas. La subunidad ribosómica pequeña o 30S interacciona con el RNAm y, en conjunto con el RNA de transferencia (RNAt), descodifica la información genética del RNAm. Cada vez que la subunidad 30S reconoce que un RNAt se ajusta de forma correcta con un codón RNAm, el aminoácido unido al RNAt se coloca y encaja en el lugar catalítico, denominado centro peptidil transferasa, situado en la subunidad 50S. En el centro peptidil transferasa se forma el enlace peptídico entre el nuevo aminoácido y la cadena peptídica para formar la nueva proteína. La adición secuencial de aminoácidos forma el péptido creciente, que pasa a través de un «canal peptídico de salida» en la subunidad 50S para emerger por la parte posterior del ribosoma. Este proceso puede ser bloqueado por los antimicrobianos del grupo MLSB y los cetólidos, que interaccionan con el RNAr 23S en la porción más alta del canal peptídico de salida, cerca del centro peptidil transferasa.

Recientemente se ha descrito un segundo mecanismo de acción inhibitoria de macrólidos y cetólidos, probablemente de igual importancia. Así, la formación de ribosomas nuevos requiere el ensamblado de los RNAr con numerosas proteínas ribosómicas para formar las dos subunidades ribosómicas. Se forma una subunidad 50S activa a partir de dos moléculas de RNAr (5S y 23S) y algunas de las 34 proteínas. Los macrólidos y los cetólidos interaccionan con las subunidades 50S parcialmente ensambladas, bloqueando este proceso y permitiendo así la degradación nucleotídica de las partículas precursoras no ensambladas (6).

Champney y Tober (4) han demostrado que los cetólidos telitromicina, HMR 3004, ABT 773 y los dos derivados 2-fluorados (HMR 3787 y HMR 3562) son más activos inhibiendo la síntesis (translación y ensamblado) que los macrólidos, y que los dos derivados fluorados son más activos que la telitromicina. De los datos aportados por estos autores se deriva que el efecto inhibitorio de cada componente sobre la translación y la formación de las subunidades 50S es equivalente.

La inhibición de la formación de subunidades 50S ha sido estudiada recientemente, y en el caso de la eritromicina origina la acumulación de partículas precursoras de 50S en las células. Estas partículas se unen a la eritromicina y contienen RNAr 23S y SS, pero sólo 18 de las 34 proteínas ribosómicas que forman la subunidad 50S. Estas partículas precursoras son fácilmente degradadas por las ribonucleasas celulares. Presumiblemente, el efecto inhibitorio de la formación de subunidades ribosómicas es muy semejante para todos los cetólidos (7).

Los lugares de interacción de los fármacos con el 23RNA son probablemente los mismos para ambos mecanismos inhibitorios, aunque este aspecto debe ser investigado más específicamente. Actualmente se tienen más conocimientos sobre el mecanismo molecular de la interacción de los cetólidos sobre las subunidades completas 50S que sobre la unión con las partículas precursoras.

Tanto los macrólidos como los cetólidos se unen en la misma región del RNAr 23S; sin embargo, la naturaleza y la fuerza de la interacción es diferente, ya que los cetólidos disponen de un residuo carbamato en C11/C12 (8). Los experimentos de protección química (footprinting) realizados han servido para determinar el lugar y la fuerza relativa de las interacciones de los ribosomas bacterianos y la eritromicina, la telitromicina, el HMR 3004, el RU 66252 (una versión con cladinosa del HMR 3004) y el RU 56006 (un cetólido sin el carbamato C11/C12). Estos ensayos de protección química se basan en el principio de que, cuando se une al ribosoma, el antimicrobiano interacciona con nucleótidos específicos en el RNAr y por lo tanto impide a esos nucleótidos reaccionar con agentes químicos que modificarían el RNAr (9). Estos experimentos han demostrado que la eritromicina, la claritromicina y los cetólidos (telitromicina y HMR 3004) interaccionan con los dominios II y V del RNAr 23S, y que no hay ningún contacto con otras regiones del RNAr. Según Douthwaite y cols. (10), estos fármacos protegen de la modificación química a los residuos A2058, A2059 y G2505 localizados en el asa central del dominio V, lo cual indica que existe contacto directo entre estos nucleótidos y las moléculas del antimicrobiano.

Además, la telitromicina y el HMR 3004 protegen adicionalmente el residuo A752 en el bucle «hairpin» 35 del dominio II del RNAr 23S (8, 9). Sin embargo, la eritromicina y la claritromicina dejan al nucleótido A752 más accesible a la modificación química, probablemente debido a efectos alostéricos inducidos por la unión de estos agentes al residuo A752. Así, la posición relativa de los nucleótidos de los dominios II y V en la estructura terciaria del RNAr 23S está probablemente muy próxima, y la distancia entre ellos puede ser acortada por los grupos carmabato de C11/C12, mientras que la eritromicina y la claritromicina no parece que sean capaces de hacer contacto directo con la base A752.

Además, el HMR 3004 y la telitromicina se unen con una fuerza aproximadamente diez veces superior al ribosoma bacteriano que la eritromicina. El grupo carbamato C11/C12 y su extensión pueden desempeñar un papel en esta mejora de la unión a través del dominio II del RNAr 23S. Es más, la adición de una extensión carbamato a la claritromicina (formando el compuesto RU 66252) incrementa su afinidad de unión aproximadamente en cinco veces, mientras que la retirada de la cladinosa en ausencia de extensión carbamato en C11/C12 (la denominada RU 56006) da lugar a una reducción de unas cien veces en la afinidad de unión, con la desaparición concomitante de los efectos de protección química sobre el dominio II (11).

La interacción de los cetólidos con el bucle 35 del dominio II, así como con el asa central del dominio V de la subunidad 23S del RNAr, hace plantearse si son dos lugares distintos de unión, cada uno con una molécula de cetólido, o si una sola molécula puede interaccionar con ambas regiones de forma simultánea. Esta cuestión ha sido resuelta variando las concentraciones de telitromicina en presencia de un exceso molar de ribosomas, lo que indica que las dos regiones forman un lugar de unión para una única molécula de telitromicina. Además, se sabe que esas dos regiones del RNAr están situadas muy cercanas en la estructura terciaria debido al plegamiento. Así pues, el nucleótido A752 del dominio II y los nucleótidos A2058, A2059 y G2505 delimitan el canal peptídico de salida de la subunidad ribosómica 50S, y pueden formar un «bolsillo» dentro del cual una única molécula de antimicrobiano interaccione con ambos dominios (II y V) a la vez (10).

Garza-Ramos y cols. (12) han comunicado recientemente la existencia de otro residuo situado en el dominio V de la subunidad 23S del RNAr, el U2609, que interacciona tanto con las moléculas de cetólidos como con las de macrólidos que contienen el azúcar cladinosa, pero que lo hace de forma mucho más intensa en el caso de los cetólidos. Dicha interacción parece ser importante y contribuir en gran medida a la unión de la molécula de cetólido con el ribosoma. Así pues, actualmente se consideran como nueleótidos importantes involucrados en la unión los residuos 2057 a 2059, 2609 y 2611 en el dominio V, y el nucleótido 752 en el dominio II. La mutación del nucleótido U2609C confiere resistencia exclusivamente a los cetólidos, mientras que se incrementa la sensibilidad bacteriana a los cladinosólidos.

Todos estos nucleótidos forman una agrupación espacial localizada a una distancia aproximada de un tercio de la zona de interfase de la subunidad ribosómica 50S. El lugar de unión del fármaco está localizado cerca del fondo de una cavidad conteniendo el centro peptidil transferasa, en la entrada del túnel de formación del péptido naciente. La forma más sencilla de que el fármaco alcance dicha localización es en el momento en que la subunidad 50S está todavía aislada. Sin embargo, dado el relativo gran tamaño del túnel de salida del péptido y de su hipotética propiedad de no ser fácilmente colapsable, es también probable que el antimicrobiano difunda al lugar de acción a través del túnel.

Garza-Ramos y cols. (12) han propuesto que la protección a la modificación química de los cetólidos en los experimentos de footprinting refleja la existencia de un contacto directo entre U2609 y una molécula de cetólido (probablemente involucrando al grupo 3-ceto). Según estos autores, la protección de A752 se afecta por el grupo 3-ceto y por las extensiones aril-alquil, y la localización de estas cadenas no parece relevante, protegiendo de igual modo cuando están situadas en C11/C12 (como en la telitromicina) que cuando lo están en el carbono C6 (como en el cetólido ABT 773), pero que depende en gran medida de la naturaleza química de dicha cadena. La interacción del cetólido y el nucleótido U2609 y el grupo 3-ceto puede tener lugar de forma que la molécula de cetólido quede en posición favorable para proteger a A752 de la modificación química.

Así pues, el lugar de unión del macrólido/cetólido parece lógico y conforme con el mecanismo de acción propuesto, según el cual el fármaco bloquea la translación impidiendo estéricamente el crecimiento del péptido naciente, ya que se localiza en la parte más estrecha del canal de salida, y sólo bloquea los ribosomas que comienzan la formación del péptido, es decir, con péptidos cortos, entre dos y cinco aminoácidos, ya que cuando el péptido es más largo ya ha pasado el lugar estrecho del túnel y el fármaco es incapaz de bloquearlo (13).

Perfil Y Mecanismo De Resistencia

Los cetólidos tienen actividad frente a S. pneumoniae resistente a los macrólidos por mecanismo de flujo (genes mef), al igual que frente a aquellos aislamientos resistentes por poseer una metilasa (genes erm) de carácter inducible o constitutivo y que confiere resistencia a los antimicrobianos del grupo MLSB (14). En cuanto a S. pyogenes y Staphylococcus aureus, la telitromicina es eficaz frente a la mayoría (pero no todas) de las cepas resistentes a la eritromicina de forma constitutiva (15).

Uno de los mecanismos por los que una bacteria se puede convertir en resistente a los macrólidos es por una alteración de la estructura del centro de unión del fármaco en el ribosoma. En el caso de la resistencia por genes erm, esto se consigue mediante la expresión de una metiltransferasa, que metila la base A2058 y confiere resistencia MLSB. También puede aparecer este fenotipo por mutaciones en los nucleótidos importantes en la unión del fármaco con la subunidad 23S del RNAr ribosómico (16). Recientemente se han descrito mutaciones en las proteínas ribosómicas LA y L22, cercanas al lugar de acción de los antimicrobianos, es decir, adyacentes a los nucleótidos A2058 y A752, respectivamente, que confieren resistencia por alterar la conformación del lugar de unión del fármaco (17).

Los cetólidos con un residuo carbamato permanecen activos frente a la mayoría de los aislamientos resistentes a la eritromicina, probablemente a causa de las diferencias en el contacto del fármaco con el núcleo de acción. Esta idea también viene apoyada por los experimentos de footprinting sobre ribosomas con mutación en A2058, pasando a G2058. Esta mutación reduce la unión de la eritromicina y de la claritromicina a los ribosomas bacterianos aproximadamente 10.000 veces; sin embargo, la unión de los cetólidos es sustancialmente reducida, pero se mantiene unas 20 veces superior a la de la eritromicina.

La resistencia bacteriana a los cetólidos es poco frecuente y de reciente descripción. Así, se han descrito varios mecanismos de resistencia: a) cambios en algunas de las bases de la subunidad 23S del RNAr implicadas en la unión del cetólido con el ribosoma; b) mutaciones en la secuencia de la proteína L4; y c) minipéptidos.

Mutaciones en las bases del RNAr 23S implicadas en la unión

Se ha comprobado que la telitromicina selecciona mutantes resistentes con menos frecuencia que la eritromicina, la claritromicina, la azitromicina, la roxitromicina, la clindamicina y la pristinamicina tras 50 pases de cinco aislamientos de S. pneumoniae sensibles a los macrólidos y seis resistentes conteniendo los genes mefE o ermB, a concentraciones subinhibitorias de eritromicina (18). Sólo aparecieron tres mutantes resistentes a la telitromicina (CMI >1 mg/l), los tres con CMI <8 mg/l.

Tait-Kamradt y cols. (19, 20) estudiaron el mecanismo de resistencia de varias mutantes resistentes a los macrólidos y los cetólidos, seleccionadas tras varios pases en presencia de azitromicina. Ninguna de las mutaciones en C2611A, A2058G y A5059G confirió resistencia de alto grado a la telitromicina. Sin embargo, el cambio A2611G aumentó 130 veces la CMI de telitromicina. También encontraron cambios en la secuencia conservada 63 a 74 de la proteína ribosómica L4, sin que afectaran a la sensibilidad a la telitromicina.

Garza-Ramos y cols. (12) describieron una mutación en la base 2609 (transición U2609C) que confiere resistencia a los cetólidos, pero incrementa ligeramente la sensibilidad a los derivados que contienen cladinosa (incluso el derivado de la telitromicina con cladinosa). De estos estudios se desprende la importancia de la unión de los cetólidos a dicho residuo.

Cambios en la secuencia de la proteína ribosómica L4

Tait-Kamradt y cols. (19, 20) estudian los mecanismos de resistencia de 20 aislamientos clínicos de S. pneumoniae con fenotipos extraños o poco frecuentes (como el ML y el MSB, que no son portadores de genes ermB o mefA), y detectan un único aislamiento MSB procedente de Canadá con una inserción de seis aminoácidos en la proteína L4 (69GTGREKGTGRAR71), con impacto sobre su crecimiento (mejor a 35 ºC) y que incrementa en 500 veces la CMI de la telitromicina.

Resistencia por minipéptidos o péptidos cortos

Tripathi y cols. (13) describieron en 1998 un nuevo mecanismo que confiere resistencia a los cetólidos y los macrólidos, a causa de unos péptidos de resistencia codificados por regiones localizadas en la subunidad 23S del RNAr, normalmente «escondido» de la maquinaria de translación de la célula bacteriana. La expresión de esos genes puede ocurrir por mutación o degradación del RNAr o por activación de esos minigenes silentes en el ribosoma. La translación ocurre en los ribosomas, y los péptidos cortos que emergen «expulsan» al antimicrobiano del ribosoma (mecanismo de clarificación ribosomal, también denominado de bottlebrush o de «cepillo de botella»). Existe una correlación específica entre la secuencia de estos minipéptidos y la estructura del antimicrobiano de que se trate, sin detectarse resistencia cruzada con otras familias de antimicrobianos. Los minipéptidos interaccionan con la estructura molecular del fármaco específicamente, tanto que se han descrito secuencias distintas entre los que confieren resistencia a la eritromicina, la claritromicina y la telitromicina.

Así pues, los cetólidos son un nuevo grupo de antimicrobianos derivados del anillo macrolactona de la eritromicina, que mejoran su actividad e incluso la de sus derivados más recientes. No inducen resistencia MLSB en las cepas portadoras de genes erm y mejoran la interacción con el ribosoma. La interacción con los dominios II y V de la subunidad 23S del RNAr incrementa la capacidad del antimicrobiano para inhibir el ensamblado de nuevas subunidades ribosómicas 50S y para bloquear la síntesis de proteínas sobre las unidades ribosómicas ya formadas. Estas propiedades hacen que los cetólidos sean fármacos con una potente actividad antimicrobiana frente a un amplio espectro de patógenos respiratorios.

Bibliografía

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Eficacia terapéutica de los cetólidos

J. Barberán

Servicio de Enfermedades Infecciosas, Hospital Gómez Ulla; Departamento de Medicina, Universidad Complutense, Madrid

 

La telitromicina deriva estructuralmente de los macrólidos de 14 átomos de carbono, donde la lactona macrocíclica tiene una sustitución ceto en el carbono 3, en vez de la cladinosa, que evita la inducción de resistencias bacterianas del tipo MLSB; un grupo metoxi en la posición 6 que le da estabilidad en medio ácido; y una cadena carbamato en C11-C12, con la que obtiene una mayor afinidad por los ribosomas y por ende una mejor actividad antibacteriana (Fig. 1). Su mecanismo de acción es similar al de los macrólidos, es decir, inhiben la síntesis proteica mediante su unión a la fracción 50S de los ribosomas, pero con una afinidad seis a diez veces superior a la de la eritromicina y la claritromicina (2, 3).

Figura 1. Estrucutra molecular de telitromicina

Los cetólidos son una nueva clase de antibióticos pertenecientes al grupo formado por los macrólidos, las lincosamidas y las estreptograminas (MLS), del cual la telitromicina es el primer y único representante disponible para uso clínico (1).

Espectro Microbriano

La telitromicina, junto con las fluoroquinolonas, son los únicos antibióticos cuyo espectro de acción incluye a los principales microorganismos causantes de las infecciones respiratorias adquiridas en la comunidad: Streptococcus pyogenes, incluido el resistente a la eritromicina, Streptococcus pneumoniae tanto sensible como resistente a la penicilina y los macrólidos, Haemophilus influenzae, Moraxella catarrhalis y agentes atípicos como Mycoplasma pneumoniae, Chlamydia pneumoniae y Legionella pneumophila. Además, la telitromicina tiene actividad frente a algunas micobacterias y anaerobios tales como Peptostreptococcus spp., Prevotella spp., Actinomyces spp., algunas Porphyromonas spp. y Clostridium perfringens, pero no sobre los bacilos gramnegativos (4) (Tabla 1).

Los puntos de corte establecidos por el NCCLS para considerar sensibles a la telitromicina a los distintos microorganismos son los siguientes: para estreptococos, estafilococos y enterococos 1 mg/l, y para H. influenzae 2 mg/l. Las CMI90 obtenidas para las bacterias probadas están muy por debajo de estos puntos: para S. pyogenes (sensible y resistente a la eritromicina) 0,008-1 mg/l; para S. pneumoniae sensible a la eritromicina y la penicilina 0,008-0,06 mg/l, y para el resistente 0,06-0,5 mg/l; para H. influenzae 2 mg/l; para M. catarrhalis 0,03-0,25 mg/l; para L. pneumophilaM. pneumoniae 0,015 mg/l; y para C. pneumoniae 0,06-0,25 mg/l (4). 0,03-0,12 mg/l; para

Perfil Farmacocinético Y Farmacodinmico

La telitromicina se absorbe por vía oral, con una biodisponibilidad del 57%, que no se ve afectada por la ingestión de alimentos. Con una única dosis de 800 mg el pico sérico (Cmáx) es de aproximadamente 2 mg/l y se alcanza entre una y dos horas tras su administración, manteniéndose así durante todo el tratamiento; el área bajo la curva (ABC) supera las 7 horas, lo cual hace que los índices predictores de éxito terapéutico (Cmáx/CMI y ABC/CMI) con los que se ha relacionado sean altos. A esto hay que añadir la gran penetración en los tejidos de las vías respiratorias (senos paranasales, amígdala, mucosa bronquial y líquido epitelial), donde la concentración del antibiótico supera en varias veces a la plasmática, y muy particularmente en el macrófago alveolar, con un ratio mayor de 300, de gran importancia para el tratamiento de las neumonías atípicas. En la saliva también alcanza concentraciones superiores a la plasmática, disminuyendo el riesgo de estado de portador, tan importante en la transmisión de las infecciones respiratorias. Su vida media de más de 10 horas permite la administración en dosis única diaria, lo cual redunda en la comodidad del paciente y en el cumplimiento terapéutico. El 70% del antibiótico se metaboliza en el hígado mediante oxidación microsomal en el citocromo P-450 CYP 34A y se elimina principalmente por heces (75%) en forma de varios metabolitos inactivos (Tablas 2 a 4) (5).

Experiencia Clenida

Hasta la fecha se han realizado varios ensayos clínicos internacionales, comparativos y no comparativos, en fase III. En la faringoamigdalitis, la telitromicina, en dosis única de 800 mg/24 horas durante cinco días, se ha comparado con fenoximetilpenicilina (500 mg/8 horas) y claritromicina (500 mg/12 horas) durante diez días, obteniéndose resultados clínicos y microbiológicos similares (6, 7) (Fig. 2). En sinusitis maxilar aguda, la telitromicina (800 mg/24 horas) durante cinco días se comportó de forma similar a una pauta de diez días del mismo antibiótico y que amoxicilina-ácido clavulánico (500-125 mg/8 horas) y cefuroxima axetilo (500 mg/12 horas) también durante diez días (8, 9) (Fig. 3). En la exacerbación de la bronquitis crónica, el tratamiento de cinco días con telitromicina (800 mg/24 horas) ha tenido un efecto parecido al de diez días con amoxicilina-ácido clavulánico (500-125 mg/8 horas) y cefuroxima axetilo (500 mg/12 horas) (10, 11) (Fig. 4). En la neumonía adquirida en la comunidad, la telitromicina durante diez días también ha sido igual de eficaz que el mismo tiempo con amoxicilina (1 g/8 horas), claritromicina (500 mg/12 horas) o trovafloxacino (200 mg/24 horas) (12-14) (Fig. 5).

Figura 2. Eficacia clínica de telitromicina en faringoamigdalitis (6, 7).

Figura 3. Eficacia clínica de telitromicina en sinusitis maxilar aguda (8, 9).

Figura 4. Eficacia clínica de telitromicina en exacerbación de la EPOC (10, 11).

Figura 5. Eficacia clínica de telitromicina en neumonía comunitaria (12-14).

Tolerabilidad

Los efectos adversos de tipo gastrointestinal son los más frecuentes, en particular la diarrea (12,9%) y las náuseas (7,3%). La primera ha sido significativamente mayor que en los comparadores, excepto con amoxicilina-ácido clavulánico. No se han observado prolongaciones de consideración del intervalo QT en el electrocardiograma (4, 15) (Tabla 5).

En cuanto a las interacciones medicamentosas, se han apreciado aumentos de la concentración plasmática y del área bajo la curva de varias veces con fármacos que inhiben el citocromo P-450 CYP3A4, como el itraconazol y el ketoconazol, y con otros que utilizan esta misma vía microsomal, como cisaprida, simvastatina y midazolam (15).

La eliminación es fundamentalmente fecal y parece que no es necesario ajustar la dosis en los pacientes con insuficiencia renal o hepática, ni en los ancianos (4, 15).

Conclusiones

La telitromicina parece constituir una alternativa de primera línea en el tratamiento de las infecciones respiratorias adquiridas en la comunidad (faringoamigdalitis, sinusitis aguda, exacerbación de la bronquitis crónica y neumonía), debido a su actividad frente a la mayoría de los patógenos causantes de estos procesos, incluidos los resistentes a la penicilina y los macrólidos. Su perfil farmacocinético permite una dosis diaria y facilita el cumplimiento terapéutico, y su tolerabilidad es buena.

Los ensayos clínicos que en estos momentos se están realizando y la vigilancia postcomercialización nos darán la verdadera dimensión de la telitromicina en la infección respiratoria comunitaria, que sin duda alguna parece destinada a ocupar un lugar prioritario.

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10. Aubier, M., Aldons, P., Leak, A. y cols. Efficacy and tolerability of a 5-day course of a new ketolide antimicrobial, telithromycin (HMR 3647), for the treatment of acute exacerbations of chronic bronchitis (AECB) in patients with COPD. 40th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy. American Society for Microbiology, Washington, DC 2000; 489.

11. DeAbate, C., Heyder, A., Leroy, B. y cols. Oral telithromycin (HMR3647; 800 mg od) for 5 days is well tolerated and as effective as cefuroxime axetil (500 mg bid) for 10 days in adults with acute exacerbations of chronic bronchitis (AECB). 40th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy. American Society for Microbiology, Washington, DC 2000; 471.

12. Hagberg, L., Torres, A., Van Rensburg, D. y cols. Efficacy and tolerability of telithromycin (HMR 3647) vs. high-dose amoxicillin in the treatment of community-acquired pneumonia. 40th Interscience Conference of Antimicrobial Agents and Chemotherapy. American Society for Microbiology, Washington, DC 2000; 490.

13. Tellier, G., Hassman, J., Leroy, B. y cols. Oral telithromycin (HMR3647; 800 mg od) is well tolerated and as effective as oral clarithromycin (500 mg bid) in community-acquired pneumonia (CAP) in adults. 40th Interscience Conference of Antimicrobial Agents and Chemotherapy. American Society for Microbiology, Washington, DC 2000; 471.

14. Pullman, J., Champlin, J., Leroy, B. y cols. Oral telithromycin (HMR 3647; 800 mg OD) for 7-10 days is well tolerated and as effective as oral trovafloxacin (200 mg OD) for 7-10 days in community-acquired pneumonia (CAP) in adults. 40th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy. American Society for Microbiology, Washington, DC 2000; 472.

15. Barman, J.A., Figgitt, D.P. Telithromicyn. Drugs 2001; 61: 815-829.

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Conducta terapéutica ante infecciones hospitalarias y de la comunidad por grampositivos

J.M. Aguado

Hospital Universitario 12 de Octubre, Madrid

 

En las presentaciones anteriores se ha comentado en extenso el incremento que están sufriendo las infecciones por grampositivos. En los pacientes neutropénicos, por ejemplo, nos estamos acostumbrando a ver cada vez con más frecuencia pacientes con bacteriemias por microorganismos como Streptococcus viridans, o por otros microorganismos grampositivos menos frecuentes como Corynebacterium jeikeium o Bacillus spp. A continuación comentaremos cuál está siendo la evolución y la tendencia de la etiología y la clínica de las infecciones por grampositivos en el hospital y en la comunidad, de qué nuevas alternativas terapéuticas disponemos frente a ellas y qué conducta terapéutica hemos de seguir.

Los tres patógenos que centran nuestra atención son Streptococcus pneumoniae, como principal agente de infección respiratoria en la comunidad, y Staphylococcus aureus resistente a meticilina (SARM) y Enterococcus resistente a vancomicina como agentes productores de infección hospitalaria. El problema presentado por la resistencia a los antibióticos de estas bacterias es cada vez más importante y grave, ya que se asocia con incrementos de la mortalidad que, por ejemplo, son evidentes en el caso de la bacteriemia por SARM, condicionando una mortalidad cuatro veces mayor que la de los pacientes cuya infección es por S. aureus sensible a la meticilina, o en la neumonía por SARM, en cuyo caso la mortalidad esperable es 20 veces mayor que si S. aureus es sensible a la meticilina. Para S. pneumoniae no se ha podido demostrar todavía un incremento de la mortalidad en las neumonías causadas por cepas con elevada resistencia a la penicilina, quizá debido al escaso número de casos descritos con CMI muy elevadas de este antibiótico. Sin embargo, se sabe que las cepas de neumococo altamente resistentes a la penicilina producen fracaso terapéutico en los pacientes con meningitis neumocócica con mucha más frecuencia que si la meningitis es causada por una cepa sensible.

Es evidente que la resistencia plantea problemas terapéuticos. En el caso de SARM, el antibiótico usado hasta este momento ha sido mayoritariamente la vancomicina. Conviene recordar, no obstante, que este antibiótico tiene indudables defectos que no lo hacen ideal. En primer lugar, su lenta actividad bactericida condiciona a veces la persistencia de una bacteriemia a pesar de alcanzar concentraciones séricas adecuadas y con CMI dentro del rango de sensibilidad. Por otro lado, en los últimos años se ha demostrado resistencia o sensibilidad intermedia in vitro de cepas de S. aureus y S. epidermidis a los glucopéptidos (GISA), y tolerancia de algunas cepas de S. pneumoniae a la vancomicina. Por último, la vancomicina tiene una serie de efectos secundarios bien conocidos, como la nefrotoxicidad o las reacciones cutáneas.

Existen nuevas opciones terapéuticas para las infecciones por cocos grampositivos multirresistentes. En las infecciones hospitalarias por SARM y enterococos resistentes a los glucopéptidos, los dos antibióticos de que disponemos son la quinupristina-dalfopristina y el linezolid.

La quinupristina-dalfopristina es una alternativa al tratamiento con glucopéptidos. El espectro de este nuevo antibiótico se extiende a cocos grampositivos incluyendo cepas resistentes de Enterococcus faecium, pero no de Enterococcus faecalis, bacilos grampositivos y algunos patógenos respiratorios intracelulares. Ciertos efectos adversos, como la aparición de frecuentes flebitis si se infunde a través de una vía venosa periférica, dificultan su uso, si bien este problema puede ser superado administrando el fármaco por una vía central.

El linezolid constituye también una nueva alternativa a los glucopéptidos. Sería de elección en el tratamiento de las infecciones leves a moderadas por estos microorganismos, ya que puede administrarse por vía oral (con una biodisponibilidad similar a la de la vía intravenosa), pero también permitiría la terapia secuencial en caso de infecciones más graves, lo que lo convierte en una gran expectativa terapéutica en la infección relacionada con catéter venoso. Es activo frente a cocos grampositivos, incluyendo cepas resistentes (SARM, neumococo resistente a penicilina, enterococo resistente a vancomicina), bacilos grampositivos y algunos patógenos respiratorios, así como algunos anaerobios como Peptostreptococcus, Prevotella, Fusobacterium nucleatum). Está indicado en el tratamiento de la neumonía adquirida en la comunidad, la neumonía nosocomial y la infección de piel y partes blandas. El efecto adverso más preocupante de este antibiótico es su potencial capacidad mielosupresora, si bien este efecto parece reversible una vez retirado el fármaco.

En la infección comunitaria también contamos con nuevas opciones terapéuticas frente a la infección por grampositivos, fundamentalmente con quinolonas (levofloxacino y moxifloxacino) y telitromicina. Este último antibiótico es una excelente alternativa a los macrólidos en la infección respiratoria.

En este terreno de la infección respiratoria por grampositivos se plantea la duda de si elegir antibióticos refrendados por su largo uso, como son los betalactámicos y los macrólidos, o bien los nuevos antibióticos (quinolonas o telitromicina) cuya eficacia in vitro es superior a la de los previos, pero con los que existe una menor experiencia. En este sentido, cada clínico deberá elegir según las consideraciones particulares de cada caso. Existe un miedo a que el empleo indiscriminado de estos nuevos antibióticos, especialmente de fluoroquinolonas, dispare la resistencia de los grampositivos a estos antibióticos. Hay que decir, sin embargo, que a pesar de estar en uso desde hace ya varios años, la resistencia a las quinolonas en los grampositivos no se ha incrementado o lo ha hecho muy levemente si lo comparamos con lo que ha sucedido con los macrólidos o los betalactámicos, y con lo que ocurre con la resistencia a las quinolonas de los gramnegativos, que en España ha aumentado sustancialmente. Tanto las nuevas quinolonas como la telitromicina tienen un espectro tan amplio que son fármacos difícilmente mejorables para el tratamiento de la infección respiratoria adquirida en la comunidad.

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Indice revista

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• Bases moleculares de la evolución de las betalactamasas plasmídicas de tipo TEM
• Epidemiología de las betalactamasas plasmídicas de espectro ampliado
• Novedades en la relación entre inhibidores de betalactamasas y betalactámicos
• Cefalosporinas inducibles: de AmpC a las cefamicinasas plasmídicas
• Carbapenemasas.¿Un nuevo reto para la antibioterapia
• Aspectos metodológicos del estudio de las betalactamasas: del fenotipo al genotipo

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Bases moleculares de la evolución de la betalactamasas plasmídicas de tipo TEM.

Las betalactamasas de tipo TEM, incluidas en los grupos 2b, 2be y 2br de la clasificación de Bush, Jacoby y Medeiros (1), constituyen un grupo de enzimas que pertenecen a la clase molecular A. Estas betalactamasas han alcanzado un gran éxito evolutivo y se encuentran ampliamente difundidas entre las bacterias gramnegativas, en parte, probablemente, por su codificación plasmídica y la inclusión del determinante genético en el seno de un transposón. En algunas especies, como Escherichia coli, del 30% al 50% de los aislamientos clínicos poseen una betalactamasa de tipo TEM. En la actualidad hay descritos más de 40 tipos diferentes de TEM, lo que representa el 20% de todas las betalactamasas conocidas.

Aunque el origen de estas enzimas permanece oscuro, la evolución y diseminación de las betalactamasas plasmídicas de tipo TEM parecen ser la consecuencia directa de la evolución y el consumo de antibióticos betalactámicos. Los primeros betalactámicos (penicilinas, amino, carboxi y ureidopenicilinas, y las cefalosporinas de primera generación) seleccionaron bacterias portadoras de betalactamasas plasmídicas de tipo TEM originales (TEM-1 y TEM-2). En 1963 se identifica por vez primera una betalactamasa de tipo TEM, la TEM-1, en una cepa clínica aislada en Grecia (2). En 1969 se identifica la TEM-2 (3) y durante los 15 años siguientes no se encuentran nuevas TEM. El aumento en el consumo de betalactámicos originó la diseminación (diferentes plásmidos portadores, en diferentes cepas de la misma especie, en diferentes especies) de los genes que codificaban estas betalactamasas. Tras unos años, las betalactamasas de tipo TEM se hallaban ampliamente diseminadas en bacterias gramnegativas de interés clínico.

Después, en un periodo de tiempo relativamente corto (1978 a 1986) fueron desarrollados nuevos betalactámicos, como las cefalosporinas de tercera generación, los monobactames y los inhibidores suicidas. Las enzimas TEM-1 y TEM-2 eran incapaces de hidrolizar estos nuevos sustratos. Las TEM estaban ampliamente diseminadas y el resultado no se hizo esperar. Empezaron a aparecer bacterias que, al producir estas betalactamasas, eran resistentes a los nuevos antibióticos betalactámicos. En 1984 se describe la TEM-3 (4), una variante de TEM-2 (5) que contiene 3 cambios en su secuencia de aminoácidos y que es capaz de hidrolizar cefalosporinas de tercera generación. Estas nuevas enzimas constituyen una nueva clase (cuya primera representante es la SHV-2, aislada un año antes) que se conoce con el nombre de betalactamasas plasmídicas de espectro ampliado (grupo 2be de Bush, Jacoby y Medeiros). Durante los siguientes 6 o 7 años parece haberse producido una explosión de diversidad de betalactamasas de tipo TEM. Se aíslan y caracterizan más de 30 variantes de TEM-1 y TEM-2 que presentan el espectro de sustrato ampliado o una menor sensibilidad a los inhibidores suicidas.

Paralelamente se producen nuevos fenómenos:

1) Las bacterias asocian la producción de betalactamasas a mutaciones cromosómicas que, por ejemplo, disminuyen o anulan la producción de alguna porina específica.

2) Las bacterias aprenden a sobreproducir TEM (promotores más potentes, plásmidos con más copias). Esta sobreproducción permite la hidrólisis de sustratos para los que las enzimas de tipo TEM tienen baja actividad y, además, disminuye la efectividad de los inhibidores (al incrementarse el número de dianas alguna enzima es capaz de escapar a su acción).

3) Las bacterias combinan en una misma célula la producción de dos TEM diferentes (por ejemplo TEM-1 más TEM-27) (6), o de una TEM más otro tipo de betalactamasa, lo que permite tener una mejor tasa de hidrólisis combinada para muchos de los posibles sustratos. Desde el punto de vista evolutivo, este tercer fenómeno adaptativo plantea una interesante pregunta: ¿pueden las bacterias utilizar la diploidía (en este caso dos alelos diferentes del mismo gen) como medio para ensayar nuevas combinaciones de mutaciones sin peligro de perder la actividad protectora de la enzima original?

En resumen, la evolución de las betalactamasas de tipo TEM ha seguido, aparentemente, varios caminos: a) cuantitativo, que implica el aumento de la presencia de la enzima tanto en la población (diseminación de los genes mediante plásmidos y transposones) como en los individuos (aumento en la producción por mutaciones en el promotor o por aumento en el número de copias del plásmido portador); y b) cualitativo, que implica una especialización de la enzima en la hidrólisis de nuevos sustratos mediante la adquisición de mutaciones (7).

Las nuevas variantes de TEM-1 o TEM-2 con actividad hidrolítica sobre las cefalosporinas de tercera generación y los monobactames son el resultado de la presencia de un cambio, o la combinación de varios, en las posiciones 39, 104, 164, 237, 238, 240 y 265. Los cambios Glu104 »Lys, Arg164238 »Ser y Glu240 »Lys son capaces por sí mismos (en ausencia de otros) de conferir actividad sobre los citados betalactámicos (8-10). Además, la combinación en la misma molécula de más de uno de estos cambios supone, en la mayoría de los casos, un aumento sustancial en la actividad (mayor que la mera suma de las actividades conferidas por las mutaciones por separado). Los cambios Gln39 »Lys y Thr265 »Met se han considerado clásicamente como neutros en el sentido de que no modifican la actividad de las enzimas que los poseen (11). Sin embargo, estudios detallados indican que ambas mutaciones pueden modificar la actividad enzimática (7, 12, 13) y su capacidad de selección (Negri y Baquero, comunicación personal). Por último, el cambio Ala237 »Thr se ha descrito como causa, en ausencia de otros, del incremento en la actividad sobre las cefalosporinas (14). Estudios realizados en nuestro laboratorio muestran que la introducción mediante mutagénesis dirigida de dicho cambio en la molécula de TEM-1 no modifica de modo sustancial la actividad frente a las cefalosporinas de tercera generación (7). La introducción de la citada mutación en TEM-10 (variante con dos cambios: Ser164, Lys240) da lugar a TEM-5. La nueva variante confiere a la cepa portadora una resistencia a la cefotaxima que se ve incrementada en 4 veces con respecto a TEM-10 (15). Así, el efecto de los cambios de aminoácidos en las moléculas de TEM-1 y TEM-2 se debe interpretar en relación con las otras posibles modificaciones acompañantes y no como cambios aislados. Los cambios, considerados hasta el momento como neutros, pueden desempeñar un papel importante en la evolución de las betalactamasas de tipo TEM, actuando como mutaciones compensatorias de algunas deficiencias en la actividad originadas por otras mutaciones más activas. »Ser (o His), Gly

Pese a la gran diversidad de betalactamasas de espectro ampliado de tipo TEM, llama la atención que todas ellas sean el resultado de la combinación de sólo 7 cambios en la secuencia. Estudios de mutagénesis sobre diferentes regiones de la proteína muestran que existe un gran número de mutaciones capaces de incrementar la actividad, por ejemplo, sobre ceftazidima (16, 17). Pero muchas de esas mutaciones determinan una gran disminución de la actividad hidrolítica sobre otros betalactámicos. Sólo unas pocas son capaces de mantener un buen nivel de actividad frente a un número elevado de sustratos. La mayoría de éstas coincide con las encontradas en las TEM aisladas en cepas clínicas.

En el marco clínico, la situación pudo ser muy similar. El uso de los nuevos betalactámicos no fue seguido por un descenso sustancial en la utilización de los primitivos. Esta situación pudo crear un problema adaptativo a las bacterias entéricas con betalactamasas de tipo TEM. Debían enfrentarse de forma consecutiva a moléculas nuevas y antiguas. Así, las mutaciones que observamos en las TEM naturales son el resultado de la selección por diferentes agentes de forma alternante y no por un solo agente que actúa de manera uniforme.

A partir de 1990 comienzan a aislarse variantes de TEM con menor sensibilidad a los inhibidores suicidas de betalactamasas (ácido clavulánico, sulbactam y tazobactam). Con estas nuevas variantes se inaugura un nuevo grupo en la clasificación de Bush, Jacoby y Medeiros: el 2br. Tras el uso tentativo de varias denominaciones, en la actualidad parece ampliamente aceptado el nombre de IRT (Inhibitor Resistant TEM) para estas nuevas enzimas (18). De forma similar a lo acontecido con las TEM de espectro ampliado, las IRT muestran un rápido proceso de diversificación. En unos pocos años se han descrito 13 variantes moleculares, todas ellas resultado de un cambio, o de la combinación de varios cambios, en alguno de los aminoácidos siguientes: Met69, Trp165, Met182, Arg244, Arg275 y Asn276.

Durante los últimos 6 años las IRT y las TEM de espectro ampliado han coexistido sin mezclar sus mutaciones. De hecho, la inclusión en la misma molécula de enzima de los dos tipos de mutaciones confería solamente el fenotipo de ampliación del espectro, perdiéndose la resistencia a los inhibidores. Los microorganismos, seguramente los mejores ingenieros genéticos, es muy probable que encuentren el modo de solucionar esta incompatibilidad (posiblemente por mutaciones compensatorias).

Bibliografía

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Epidemiología de las betalactamasas plasmídicas de espectro ampliado.

C. Ardanuy

Servicio de Microbiología, Ciutat Sanitària i Universitària de Bellvitge, L’Hospitalet de Llobregat, Barcelona.

La incorporación a la terapéutica de las cefalosporinas de tercera generación y de los monobactames, resistentes a la hidrólisis por betalactamasas clásicas, supuso un importante avance en el tratamiento de las infecciones causadas por enterobacterias. En 1983 se detectaron en Alemania los primeros aislamientos clínicos de Klebsiella pneumoniae y Escherichia coli resistentes a estos antibióticos por producción de una betalactamasa plasmídica transferible por conjugación (1, 2). Estas enzimas fueron denominadas betalactamasas plasmídicas de espectro ampliado (BLEA) y corresponden al grupo 2be de la clasificación de Bush y cols. (3).

Las BLEA derivan de las betalactamasas plasmídicas clásicas por mutaciones concretas en los genes que las codifican, originando cambios en su secuencia de aminoácidos. Estas mutaciones han dado lugar a una gran variedad de enzimas (de TEM-3 a TEM-29 y de SHV-2 a SHV-7) (3, 4).

A finales de la década de 1980 se describen en Francia los primeros brotes nosocomiales producidos por cepas de K. pneumoniae productoras de BLEA (5, 6). Desde entonces se han documentado numerosos brotes nosocomiales por todo el mundo causados por diferentes especies de enterobacterias con este patrón de resistencia enzimática (7, 8). Un estudio reciente realizado en Unidades de Cuidados Intensivos (UCI) de 10 países europeos, demostró que un 22,8% de los aislamientos de Klebsiella sp. eran productores de BLEA, siendo K. pneumoniae la especie más importante (9).

La producción de estas enzimas confiere resistencia a penicilinas, cefalosporinas y monobactames. Los carbapenemes y las cefamicinas no son hidrolizados por este grupo de betalactamasas. Las combinaciones de penicilinas con inhibidores de betalactamasas pueden ser activas, aunque se han descrito casos de resistencia por hiperproducción de BLEA y por producción conjunta de BLEA y SHV-1 (10, 11).

Los plásmidos que codifican la producción de estas enzimas se transfieren fácilmente entre distintas especies bacterianas por conjugación, y además pueden llevar asociados mecanismos de resistencia a otros grupos de antibióticos, lo que dificulta el tratamiento de las infecciones acusadas por estos microoganismos (12).

El hallazgo de enterobacterias productoras de BLEA puede ser esporádico, sin relación clonal, o bien dar lugar a brotes nosocomiales generalmente originados por un mismo clon bacteriano. Estas epidemias suelen afectar a un número reducido de pacientes, aunque también pueden ser de mayor extensión y originar una situación endémica.

Los brotes nosocomiales causados por enterobacterias productoras de BLEA pueden deberse a la diseminación horizontal de un plásmido por conjugación entre diferentes especies bacterianas, o bien a la diseminación de un clon bacteriano multirresistente. Estas epidemias intrahospitalarias surgen principalmente en las UCI y se asocian a un consumo elevado de cefalosporinas de tercera generación. La colonización fecal es importante porque actúa de reservorio de estos microrganismos y facilita la transmisión de esta resistencia a otras enterobacterias. La transmisión horizontal de paciente a paciente mediante la manipulación por el personal sanitario es la forma más frecuente de diseminación de una cepa epidémica (6, 7). Los factores de riesgo asociados a infección y/o colonización por estos microorganismos son: estancia prolongada en UCI, cateterización arterial o urinaria y consumo de antibióticos.

En el control de estos brotes han resultado eficaces la restricción del uso de cefalosporinas de tercera generación, la educación del personal sanitario y la aplicación de medidas de barrera (aislamiento cutáneo) (8). La descontaminación intestinal es una medida cuestionada, ya que puede seleccionar otros microorganismos multirresistentes.

Con los criterios del NCCLS, algunos de los microorganismos productores de BLEA podrían considerarse sensibles a las cefalosporinas de tercera generación, (7) por lo que para detectar la producción de BLEA deben utilizarse los métodos de la sinergia de doble difusión con disco (entre cefalosporinas de tercera generación y ácido clavulánico) o el método de difusión de E-test (ceftazidima y ceftazidima/ácido clavulánico).

En nuestra experiencia, durante una epidemia de origen clonal causada por K. pneumoniae productora de BLEA se vieron afectados 145 pacientes, de los que el 69,6% estaban ingresados en la UCI (13). La cepa epidémica presentaba resistencia a cefalosporinas de tercera generación, aztreonam, gentamicina y ciprofloxacino, y producía dos tipos de BLEA con pI de 7,6 y 8,2. En tres estudios de incidencia de colonización fecal por K. pneumoniae productor de BLEA realizados en las UCI de nuestro hospital, se detectó en el 41% de los pacientes en 1993, en el 35,6% en 1994 y en el 5% en 1995 (14). La eradicación del brote se consiguió mediante la aplicación de medidas de barrera, la restricción en el uso de cefalosporinas de tercera generación en las UCI y el seguimiento diario de los casos nuevos.

Bibliografía

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Novedades en la relación entre inhibidores de betalactamasas y betalactámicos.

M.A. Torrellas

Dpto. Investigación Clínica, SmithKline Beecham Pharmaceuticals, Madrid.

Para el estudio de la actividad in vivo de un antimicrobiano hay que distinguir los factores bacterianos que contribuyen directamente a la virulencia bacteriana, como la tasa de crecimiento bacteriano y productos metabólicos (enzimas degradantes de antibióticos), de la presencia de productos exógenos como antibióticos y/o inhibidores de las enzimas hidrolizantes y los factores del huésped (1).

Con objeto de realizar una aproximación novedosa al estudio de las interacciones dinámicas entre inhibidores de betalactamasas (ácido clavulánico) y betalactámicos (amoxicilina), revisaremos los estudios realizados acerca del efecto que sobre la viabilidad bacteriana y la actividad enzimática de dos cepas tipo, productoras de betalactamasas, puede tener la exposición continua de concentraciones de ácido clavulánico y/o de amoxicilina similares a las obtenidas en suero humano de voluntarios sanos tras una dosis única oral de 875 mg de amoxicilina/125 mg de ácido clavulánico (2, 3).

Para ello se utilizó un modelo in vitro de simulación farmacodinámica continua que tiene en cuenta el efecto carry-over a lo largo de 12 horas (4).

Los resultados obtenidos se pueden concretar en los siguientes puntos:

1) Concentraciones fisiológicas de ácido clavulánico incrementan el tiempo de generación celular de ambas cepas.

2) El ácido clavuláncio inhibe la actividad de las betalactamasas de ambas cepas durante 12 horas, a pesar de que a partir de las 6 horas no existen concentraciones apreciables en suero en la simulación farmacodinámica (5, 6).

Cuando se estudia el efecto combinado de amoxicilina/clavulánico en simulación farmacodinámica se obtiene una reducción del 98% de un inóculo inicial de 8,5 x 106 UFC/ml de Staphylococcus aureus a las 12 h a pesar de la no existencia de ácido clavulánico a partir de las 6 h y de amoxicilina a partir de las 8 h (7).

Fenómenos como el PLIE (tiempo de recuperación de la actividad betalactamasa con respecto a un control, tras la desaparición del ácido clavulánico), el PAE (tiempo de supresión del crecimiento bacteriano con respecto al control tras la exposición al antimicrobiano) y la prolongación del PAE por concentraciones subinhibitorias pudieran explicar estas observaciones.

Por último, indicar que el estudio de los efectos in vitro de simulaciones farmacodinámicas de ácido clavulánico en la viabilidad y en la actividad betalactamasa bacteriana, junto con el efecto combinado del ácido clavulánico con el antibiótico, ayudaría a explicar la actividad antimicrobiana in vivo. Estos resultados pueden tener implicaciones explicativas en esquemas de dosificación terapéutica.

Bibliografía

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5. Martín, M., Aguilar, L., Balcabao, I.P., Gómez-Lus, M.L., Dal-Ré, R., Prieto, J. In vitro pharmacodynamic simulation of clavulanic acid concentrations on Staphylococcus aureus and Haemophilus influenzae betalactamase activity. J Antimicrob Chemother (en prensa).
6. Balcabao, I.P., Prieto, J., Aguilar, L., Martín, M., Dal-Ré, R. Comparative in vitro effects of clavulanic acid (CA) physiological concentrations on Staphylococcus aureus (SA) and Haemophilus influenzae (HI) viability and betalactamase activity. 7th European Congress of Clinical Microbiology and Infectious Diseases, Vienna 1995; Abstract Nº 531.
7. Balcabao, I.P., Prieto, J., Aguilar, L., Martín, M., Dal-Ré, R. Comparative in vitro effects of amoxicillin-clavulanic acid (AC) physiological concentrations on Staphylococcus aureus (SA) viability and betalactamase activity. 66th International Congress for Infectious Diseases, Prague 1994; Abstract Nº 123

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Cefalosporinas inducibles:de AmpC a las cefamicinas plasmídicas

L. Martínez Martínez

Dpto. de Microbiología, Facultad de Medicina, Universidad de Sevilla.

CEFALOSPORINASAS CROMOSÓMICAS

Prácticamente todas las bacterias gramnegativas poseen una cefalosporinasa cromosómica. El tipo de enzima varía en función del microorganismo: algunos producen enzimas de clase A (de forma constitutiva, como Klebsiella o Bacteroides fragilis, o de forma inducible, como Citrobacter diversus o Proteus vulgaris), pero más frecuentemente la betalactamasa es de clase C (BLS-C). Escherichia coli y Shigella sonneii producen una baja cantidad no inducible de enzima, mientras que Enterobacter cloacae, E. aerogenes, Citrobacter freundii, Morganella morganii, Serratia sp., Providencia sp., Pseudomonas aeruginosa y otros bacilos gramnegativos producen una betalactamasa inducible.

Las BLS-C (clase I de Richmond-Sykes; grupo 1 de Bush-Jacoby-Medeiros) son enzimas con un sitio activo de serina, de unos 30-42 kD, con pI básicos, fundamentalmente cefalosporinasas, aunque también inactivan penicilinas. No se inhiben por ácido clavulánico, pero sí por cloxacilina.

La importancia clínica de las BLS-C cromosómicas depende de dos procesos relacionados, pero conceptualmente muy diferentes: inducción y desrepresión. La inducción es la activación transitoria, reversible, de la síntesis de betalactamasa cromosómica en respuesta a la presencia de sustancias (inductores) entre las que se incluyen los betalactámicos y algunos compuestos orgánicos. La cantidad de enzima producida depende del tipo de inductor, de la cantidad de éste y del tiempo de inducción. Los mejores inductores son las cefamicinas (más cefoxitina y bastante menos cefotetan) y los carbapenemes (más imipenem que meropenem). Tanto ampicilina como cefaloridina son muy lábiles (se degrada una gran cantidad de moléculas por unidad de tiempo) e inductoras fuertes de la enzima, con lo que determinan su autoinactivación. Las cefalosporinas de segunda y tercera generación, aztreonam, las ureidopenicilinas y las carboxipenicilinas son también lábiles (en grado variable, dependiendo del compuesto), pero débiles inductoras. Cefepima y cefpiroma son más estables a la hidrólisis que las cefalosporinas de tercera generación, y poco inductoras. Imipenem es un fuerte inductor, pero al ser muy estable a la acción hidrolítica de la enzima (incluso en caso de desrepresión) pierde poca actividad, a no ser que exista un mecanismo de resistencia adicional (por ejemplo disminución de la permeabilidad). Meropenem es un peor inductor y aún más estable a la enzima. Los inhibidores de betalactamasas plasmídicas poseen diferente actividad como inductores de BLS-C, pero la significación clínica de la inducción por este tipo de compuestos es poco conocida porque sobreviene a concentraciones de inhibidor difícilmente alcanzables in vivo.

La desrepresión es un proceso de producción permanente de la enzima, con independencia de la presencia o no de betalactámico. La desrepresión de la enzima puede ser parcial (cuando la cantidad de enzima producida aún puede aumentarse en presencia de un inductor) o total. En P. aeruginosa aparecen mutantes parcialmente desreprimidas a una frecuencia de aproximadamente 10-7, y mutantes totalmente desreprimidas en torno a 10-9, mientras que en Enterobacter sp. aparecen mutantes totalmente desreprimidas con una frecuencia entre 10-5 y 10-7.

La mayoría de los estudios sobre la base genética del proceso de inducción se han realizado en Citrobacter freundii y en Enterobacter cloacae. El gen estructural es ampC y está sometido al control de AmpR. La proteína AmpR actúa como represora de la transcripción de ampC en condiciones basales (de no inducción) y como activadora de la transcripción en condiciones de inducción. El ampR pasa de la forma represora a la forma activadora cuando AmpR interacciona en el citoplasma bacteriano con un producto soluble derivado de la degradación/reciclado del peptidoglucano (el compuesto más importante en este sentido es el anhidro-acetil-murámico-l-lisina-d-glutámico-meso-diaminopimélico, NAMT), cuyos niveles aumentan, presumiblemente, como consecuencia de la inhibición de las proteínas fijadoras de penicilina por parte de los betalactámicos (inductores). Hay al menos otros tres genes que intervienen en el control de la inducción de AmpC: ampD, ampE y ampG. El ampD produce una proteína soluble que actúa como amidasa degradando el NAMT, disminuyendo la concentración intracitoplásmica de este metabolito. Las mutaciones en ampD (las más importantes en clínica) dan lugar a la desrepresión o la hiperinducibilidad de la síntesis de AmpC. La AmpG es una proteína de membrana que actúa como transportador del NAMT desde el periplasma al interior del citoplasma bacteriano y contribuye a que los niveles de este metabolito en el citoplasma se eleven. La AmpE es una proteína citoplásmica que probablemente actúe como un sensor de betalactámicos, contribuyendo a aumentar el efecto represor de AmpD, pero parece ser indispensable en todo el proceso y su papel no ha sido aclarado aún convincentemente. Se han descrito otros genes (pbpA, ftsZ) relacionados también con el control de la producción de AmpC inducible, pero el mecanismo implicado es desconocido.

En E. coli y S. sonnei la expresión de AmpC es constitutiva, y en condiciones normales se producen cantidades mínimas de enzima. En E. coli no existe ampR, el promotor de ampC es poco eficaz y además existe un atenuador entre el promotor y el gen estructural. Se han descrito cepas de E. coli hiperproductoras de AmpC por amplificación del gen o por mutaciones que afectan al atenuador o al promotor de ampC.

Las enterobacterias con AmpC inducible producen cantidades escasas de enzima en ausencia de inductor. Tanto las cepas inducibles como las desreprimidas de Enterobacter, C. freundii, M. morganii y S. marcescens son resistentes a ampicilina y cefalosporinas de corto espectro; las dos primeras especies son también resistentes a cefoxitina, pero este antimicrobiano es moderadamente eficaz frente a M. morganii, S. marcescens y Providencia sp. Las ureido y carboxipenicilinas y las cefalosporinas de tercera generación son activas frente a cepas inducibles, pero no frente a las cepas desreprimidas. Los carbapenemes y las cefalosporinas de cuarta generación son, en general, activos frente a cepas desreprimidas, excluyendo las cepas desreprimidas de Enterobacter que no expresan porinas. En P. aeruginosa el grado de resistencia depende de la cantidad de enzima producida por el proceso de inducción/desrepresión: las ureidopenicilinas se afectan incluso con pequeñas cantidades de enzima, pero las cefalosporinas de cuarta generación y la carbenicilina sólo se afectan de forma significativa cuando existe una desrepresión total; la resistencia a los carbapenemes en esta especie depende también de alteraciones de la permeabilidad y (al menos para algunos compuestos) de la existencia de bombas de eflujo.

Se calcula que aparecen mutantes desreprimidas en un 7% a 40% de los pacientes que sufren infección por agentes con AmpC inducible. En P. aeruginosa se ha observado selección de cepas desreprimidas en relación con el uso de ureidopenicilinas, piperacilina y cefalosporinas de tercera generación. En las enterobacterias esta selección depende fundamentalmente del empleo de cefalosporinas de tercera generación. En un 25% a 75% de aquellos pacientes en que aparecen mutantes resistentes sobreviene un fallo terapéutico, con más frecuencia en infecciones respiratorias u óseas que en infecciones urinarias (probablemente por la alta concentración de fármaco alcanzada en el tracto urinario).

Cefamicinasas Plasmídicas

Las betalactamasas codificadas por plásmidos tienen, en general, propiedades diferentes de las enzimas de tipo cromosómico, pero en algunos casos es difícil establecer si una enzima debe considerarse cromosómica o plasmídica: SHV-1 es una betalactamasa muy comúnmente codificada por plásmidos, pero también por el cromosoma de K. pneumoniae. Se ha demostrado una relación evolutiva entre plásmidos que codifican enzimas tipo TEM y la enzima cromosómica de K. pneumoniae LEN-1, y que las enzimas plasmídicas MEN-1 y FEC-1 guardan una estrecha relación con la betalactamasa cromosómica de clase A de K. oxytoca.

La mayoría de las betalactamasas codificadas por plásmidos no confieren resistencia a las cefamicinas. Esta característica ayuda a reconocer fenotípicamente las cepas productoras de betalactamasas plasmídicas de espectro extendido tradicionales. En los últimos años, sin embargo, se han descrito betalactamasas plasmídicas que confieren resistencia no sólo a cefalosporinas de tercera generación sino también a cefamicinas, por lo que se conocen como cefamicinasas plasmídicas. La mayor parte de estas enzimas se han descrito en K. pneumoniae, aunque también se han identificado en E. coli y en Achromobacter sp. Las representantes mejor caracterizadas son MIR-1, MOX-1, CMY-1, CMY-2, BIL-1, LAT-1 y FOX-1 y algunas otras enzimas recientemente identificadas todavía sin denominación específica.

Las cepas con cefamicinasas plasmídicas se han descrito tanto de forma epidémica como ocasional. Los plásmidos implicados son tanto conjugativos como no conjugativos (incluso para el mismo tipo de enzima) y de muy variado tamaño. Este tipo de enzimas suelen tener un pI básico, incluso superior a 10, y confieren resistencia a cefamicinas y cefalosporinas (incluidas las de tercera generación), pero no a carbapenemes. No se inhiben por ácido clavulánico pero sí por aztreonam, lo que las asemeja a las BLS-C anteriormente comentadas. Se conocen las bases genéticas que controlan la producción de estas enzimas en bastantes casos y se ha comprobado que el gen estructural tiene una alta homología con AmpC de C. freundii (en la mayoría de los casos), de E. cloacae o de P. aeruginosa. Dicho gen estructural no se acompaña de un gen equivalente a ampR y en consecuencia la enzima se produce de forma constitutiva.

El descubrimiento de las cefamicinasas cromosómicas podría sugerir la posibilidad de que los distintos tipos de enzimas codificadas por plásmidos tengan un origen cromosómico, aunque en la actualidad desconozcamos el organismo que inicialmente sirvió como fuente para la transmisión de la información del cromosoma al plásmido.

Bibliografía

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4. Papanicolau, G., Medeiros, A.A., Jacoby, G.A. Novel plasmid-mediated betalactamase (MIR-1) conferring resistance to oxyimino- and a-methoxy betalactams in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother 1990; 34: 2200-2209.
5. Bennett, P.M., Chopra, I. Molecular basis of betalactam induction in bacteria. Antimicrob Agents Chemother 1993; 153-158.
6. González-Leiza, M., Pérez-Díaz, J.C., Ayala, J., Casella, J.M., Martínez-Beltrán, J., Bush, K., Baquero, F. Gene sequence and biochemical characterization of FOX-1 from Klebsiella pneumoniae, a new AmpC-type plasmid-mediated betalactamase with two molecular variants. Antimicrob Agents Chemother 1994; 38: 2150-2157.

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Carbapenemasas.¿Un nuevo reto para la antibioterapia?

R. Cantón

Servicio de Microbiología, Hospital Ramón y Cajal, Madrid.

Los carbapenemes, representados en España por el imipenem y más recientemente por el meropenem, constituyen el grupo de antibióticos betalactámicos más estables a la hidrólisis por las betalactamasas. Son resistentes a la acción de la mayoría de estas enzimas, incluyendo AmpC y las betalactamasas plasmídicas de espectro ampliado de tipo TEM, SHV y OXA. Durante años, la única carbapenemasa conocida fue la descrita en Bacillus cereus (betalactamasa II), considerándose una curiosidad de laboratorio. Posteriormente se comprobó que Stenotrophomonas maltophilia, Chryseobacteriun odoratum, Legionella gormanii y algunos aislamientos de Bacteroides fragilis producían también enzimas de carácter cromosómico capaces de hidrolizar estos compuestos. La reciente identificación y caracterización de carbapenemasas plasmídicas en Pseudomonas aeruginosa, en diferentes especies de Enterobacteriaceae y en Acinetobacter ha generado un mayor interés por su estudio y puede suponer un nuevo reto para la antibioterapia.

La resistencia a los carbapenemes no está determinada en exclusiva por la producción de carbapenemasas, ya que existen al menos otros tres mecanismos que pueden afectar a su actividad: pérdida de porinas específicas, bombeo o expulsión del antibiótico y modificaciones en las proteínas fijadoras de penicilina (PBP). Con la excepción de P. aeruginosa y otros bacilos gramnegativos no fermentadores, la resistencia a los carbapenemes es todavía infrecuente, y en algunos casos es necesaria la superposición de más de un mecanismo para que esta resistencia tenga relevancia clínica.

Atendiendo a la clasificación molecular de Ambler, las carbapenemasas pueden estructurarse en dos grupos (Tabla 1). El primero está representado por las de clase B (grupo 3 de la clasificación de Bush-Jacoby-Medeiros), son metaloenzimas y requieren zinc para su actuación. Son inhibidas por EDTA, pero no por ácido clavulánico. Estas enzimas también hidrolizan las penicilinas y cefalosporinas, incluyendo las cefamicinas. Sin embargo, la ticarcilina y el aztreonam son sustratos débiles. Las metaloenzimas son generalmente de naturaleza cromosómica, aunque recientemente se han asociados a plásmidos conjugativos. Son inducibles y se han encontrado en S. maltophilia (betalactamasa L1), Aeromonas sp. (A2, CphA), B. cepacia (PCM-1) y B. fragilis (CcrA). Por el contrario, las plasmídicas de este grupo son enzimas constitutivas y se han descrito en S. marcescens (IMP-1), P. aeruginosa y B. fragilis.

Tabla1.Carbapenemasas.

	Grupo			Inhibición por
Clase	Bush-Jacoby
Ambler	Medeiros	Enzima	pI	CLAV	EDTA	Localización *	Microorganismos
B	3	CcrA	4,5-5,2	–	+	Crm/PI	B. fragilis
			5,8	–	+	Crm	C. odoratum
		L1	6,9	–	+	Crm	S. maltophilia
		CphA	8,0-8,4	–	+	Crm	Aeromonas sp.
		PCM-1	8,8	–	+	Crm	B. cepacia
		"Watanabe"	9,0	–	+	PI	P. aeruginosa
		IMP-1	>9,5	–	+	Crm/PI	S. marcescens
							P. aeruginosa
							K. nuemoniae
		PCM-1	8,8	+/-	+	Crm	B. cepacia
		ARI-1	6,6	–	+	PI	A. baumannii
		AbRC-1	6,7	–	+	PI	A. baumannii
A	2f	NMC-A	6,9	+/-	–	Crm	E. cloacae
		IMI-1	7,0	+/-	–	Crm	E. cloacae
		Sme-1	9,7	+/-	–	Crm	S. marcenses

*Crm: localización cromosómica; PI: localización plasmídica.

Las carbapenemasas descritas en S. marcescens y P. aeruginosa hidrolizan a imipenem y meropenem con una eficacia similar, si bien el grado de resistencia es discretamente mayor frente al meropenem, particularmente en P. aeruginosa. Asimismo, las carbapenemasas cromosómicas y plasmídicas de B. fragilis hidrolizan algo mejor el meropenem que el imipenem. El gen cromosómico (cfiA o ccrA) puede ser silente y expresarse con diferentes grados, dependiendo de la presencia de un elemento de inserción en el codón de iniciación del gen que codifica la betalactamasa.

La frecuencia real de aislamientos productores de carbapenemasas de clase B no es del todo conocida: casi el 100% de los aislamientos de S. maltophilia producen la metaloenzima L1; CphA está muy difundida entre las especies clínicas de Aeromonas, aunque es necesario un inóculo elevado (108 x UFC/ml) para demostrar un incremento en los valores de CMI del imipenem; y algunos autores han sugerido que todos los aislamientos de B. cepacia producen, además de una cefalosporinasa, una carbapenemasa poco eficiente, y que la expresión de estas enzimas es poco frecuente en B. fragilis (<3%). Asimismo, la descripción de las carbapenemasas en Acinetobacter sp. es extremadamente rara; sólo se han descrito las enzimas AbRc-1 en dos cepas aisladas en Francia y ARI-1 en otro aislamiento en Gran Bretaña. Ambas son de carácter plasmídico, habiéndose demostrado para ARI-1 la transferencia por conjugación a otras especies de Acinetobacter. Especial atención requieren los datos publicados acerca de la presencia de IMP-1 en P. aeruginosa en Japón (0,4% del total de aislamientos estudiados). Esta enzima, en muchos casos, es de carácter plasmídico y puede transferirse por electroporación a otras cepas de P. aeruginosa y Escherichia coli. La IMP-1 también se ha encontrado en Japón en S. marcescens (3,8%) y en Klebsiella pneumoniae, microorganismo considerado como vector "ideal" de plásmidos de resistencia. Asimismo, en el primer caso pudo transferirse por conjugación a E. coli la resistencia al imipenem.

El segundo grupo de enzimas que hidrolizan a los carbapenemes son serina betalactamasas de clase A (grupo 2f de Bush-Jacoby-Medeiros). A diferencia de las de clase B, son parcialmente inhibidas por el ácido clavulánico pero no por el EDTA. Estas enzimas son penicilinasas pero también hidrolizan eficazmente a los carbapenemes y al aztreonam. Por el contrario, hidrolizan débilmente a las cefalosporinas y, con la excepción de la enzima NMC-A, no hidrolizan a la cefoxitina. Por el momento sólo se han descrito tres carbapenemasas de clase A, todas ellas en Enterobacteriaceae: Sme-1 en dos cepas de S. marcescens aisladas en Inglaterra en 1982, IMI-1 en dos aislamientos de Enterobacter cloacae en Califomia en 1984, y NMC-A en una sola cepa de E. cloacae en París en 1990. Todas son inducibles, no transferibles y, al contrario que las carbapenemasas de clase B, la hidrólisis del imipenem es menor que la del meropenem. La producción de NMC-A y Sme-1 está controlada por reguladores de la familia LysR, NmcR y SmeR, respectivamente. Estas proteínas son reguladores positivos débiles estructuralmente relacionados con la proteína AmpR del sistema de regulación de la cefalosporinasa AmpC. Sin embargo, a diferencia del sistema AmpR-AmpC, actúan como inductores débiles tanto en ausencia como en presencia de antibióticos betalactámicos. Una diferente carbapenemasa de clase A se ha descrito de forma esporádica en Bacteroides distasonis, pero en éste la resistencia a los carbapenemes depende también de mecanismos relacionados con la permeabilidad.

En conclusión, a pesar del creciente uso de los carbapenemes, la mayoría de los bacilos gramnegativos continúan siendo sensibles a estos compuestos. En los aislamientos resistentes coexisten con frecuencia diferentes mecanismos para que la resistencia a los carbapenemes tenga relevancia clínica. La resistencia mediada por betalactamasas se debeesencialmente a metaloenzimas en patógenos de interés creciente (S. maltophilia y B. cepacia) y son raramente encontradas en Bacteroides y Enterobacteriaceae. Asimismo, las carbapenemasas de clase A se han encontrado ocasionalmente en E. cloacae y S. marcescens. La localización plasmídica de algunas metaloenzimas en P. aeruginosa, S. marcescens y K. pneumoniae, particularmente en países con una amplia utilización de carbapenemes, puede incidir en una mayor diseminación de la resistencia a estos antimicrobianos. Por ello, es urgente la investigación de nuevos betalactámicos que soslayen la resistencia a los carbapenemes, en particular la debida a carbapenemasas.

Bibliografía

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Aspectos metodol&oaute;gicos del estudio de las betalactamasas: del fenotipo al genotipo.

J. Vila

Laboratorio de Microbiología, Hospital Clínico y Provincial, Barcelona.

Entre los mecanismos de resistencia a los antibióticos betalactámicos que las bacterias pueden presentar, sin duda alguna la síntesis de betalactamasas es el más común. Dado que la resistencia a los betalactámicos puede deberse a otros mecanismos además de a las betalactamasas, la primera aproximación para conocer la posible implicación de éstas en la resistencia será el análisis detallado del patrón de sensibilidad a los betalactámicos según al antibiograma y la detección de la actividad betalactamasa. En la evaluación de la resistencia a los antibióticos betalactámicos, el análisis fenotípico de los patrones de resistencia puede representar en algunos casos poder predecir la posible implicación de una betalactamasa determinada. La interpretación de los fenotipos de resistencia a betalactámicos se basa en comparar los aislamientos clínicos con un determinado perfil de resistencia con el prototipo de bacteria sensible perteneciente a la misma especie. Para obtener un fenotipo de resistencia que permita predecir la presencia de alguna betalactamasa deberíamos incluir en el antibiograma, por lo menos:

1) La sensibilidad a penicilinas con y sin inhibidor de betalactamasas.

2) La ceftazidima, que es el mejor indicador de betalactamasas de espectro ampliado (BLEA).

3) La cefoxitina, que es un buen indicador de betalactamasas inducibles en Enterobacter sp. y Citrobacter sp., y ayuda a comprobar si una Klebsiella posee una BLEA o una betalactamasa AmpC.

4) Un carbapenem, el cual escapa a la resistencia mediada por la mayoría de las betalactamasas.

También es preferible detectar la CMI de estos betalactámicos en lugar de realizar el clásico antibiograma disco-placa. Sin embargo, existe una serie de limitaciones del antibiograma como sistema para predecir el tipo de betalactamasa, tales como:

1) No poder utilizar este sistema para microorganismos en que la relación entre antibiograma y mecanismos de resistencia no está bien establecida.

2) Las cepas bacterianas con una expresión de la enzima excepcionalmente elevada o escasa pueden presentar comportamientos anómalos, especialmente con la combinación de inhibidores de betalactamasas.

3) La resistencia intrínseca de algunas especies a los antibióticos betalactámicos puede modificar el fenotipo conferido por la misma betalactamasa.

4) La predicción falla cuando el aislamiento clínico estudiado presenta varios mecanismos de resistencia o más de un tipo de betalactamasas.

Diversos ensayos se han utilizado para constatar la producción de betalactamasas. Los procedimientos más comúnmente utilizados en laboratorios clínicos incluyen los que utilizan una cefalosporina cromogénica, el acidimétrico y el yodométrico. Todos ellos se basan en la detección visual del producto final de la hidrólisis de un betalactámico por acción de la betalactamasa, mediante una reacción colorimétrica. No todos los métodos son útiles para la detección de betalactamasas en cualquier bacteria. De todos ellos el más utilizado es el de la nitrocefina (cefalosporina cromogénica). Este método, aunque caro, permite detectar la mayoría de betalactamasas conocidas. Para algunas bacterias existe una correlación directa entre producción de betalactamasas y resistencia a antibióticos betalactámicos específicos, por ejemplo Haemophilus influenzae y la resistencia a ampicilina. Sin embargo, para otros microorganismos, tales como las enterobacterias o Pseudomonas, la producción de betalactamasas no puede predecir totalmente la resistencia a varios antibióticos betalactámicos. El desarrollo de resistencia a diversos antibióticos betalactámicos es un problema en algunos bacilos gramnegativos, como Enterobacter sp., Citrobacter sp., etc., que poseen una betalactamasa cromosómica inducible. Se ha comprobado que en el 14% y el 65% de los pacientes infectados con estos microorganismos, la bacteria desarrolla resistencia. Para detectar la capacidad de producir una betalactamasa cromosómica inducible se ha diseñado una prueba muy simple que consiste en colocar un disco que contiene un inductor débil (cefotaxima o cefamandol) cerca de un disco que contiene un inductor fuerte (cefoxitina). La inducción se detecta por la deformación del halo de inhibición del inductor débil en la zona cercana al disco que contiene el inductor fuerte. Sin embargo, la sensibilidad de este método comparado con un ensayo directo de inducción es del 80%. Otro ensayo biológico similar al descrito anteriormente nos permite detectar la producción de BLEA cuando los aislamientos clínicos presentan una sensibilidad reducida a ceftazidima. Para ello se utiliza un disco de ceftazidima y otro de amoxicilina más ácido clavulánico. Cuando la zona de inhibición de la ceftazidima se ve aumentada por la presencia del ácido clavulánico, se puede inferir la presencia de BLEA.

Actualmente es frecuente encontrar microorganismos que producen tres o cuatro betalactamasas. Cuando varias betalactamasas son producidas en el mismo microorganismo, las propiedades biológicas de éste reflejarán una compleja mezcla de parámetros debido a la variedad de propiedades cinéticas de las diversas enzimas y a las cantidades relativas de cada una. Por ejemplo, si una BLEA es producida en un microorganismo que también posee un alto grado de expresión de una betalactamasa del grupo 1, el microorganismo no será altamente sensible a los efectos del ácido clavulánico. Por ello, organismos productores de diversas betalactamasas pueden ser más difíciles de identificar como organismos que producen BLEA. La determinación del punto isoeléctrico (pI) es un método ampliamente utilizado para la diferenciación de las betalactamasas. Mediante este método podemos comprobar si un microorganismo está produciendo una o varias betalactamasas e identificarla(s) mediante comparación con enzimas de cepas de referencia. Sin embargo, un problema potencial en la utilización de este método es que las isoenzimas con una sustitución en un único aminoácido que no genera un cambio sustancial en el perfil del sustrato se detectarán en el futuro con mayor frecuencia, por lo que una diferencia en el pI puede, en algunos casos, ser inadecuada para describir dos enzimas como diferentes.

Existen en la actualidad, dentro de la amplia variedad de betalactamasas, algunas con sólo ligeras diferencias en su punto isoeléctrico. Por ello, su identificación mediante isoelectroenfoque puede ser difícil y quizás motivo de error. Se han desarrollado diversas sondas de DNA para detectar betalactamasas mediante hibridación y así disponer de un método alternativo al isoelectroenfoque. Como sondas de DNA se han utilizado: 1) fragmentos de DNA del gen que se quiere detectar, aunque algunas veces pueden presentar hibridación cruzada con genes de otras betalactamasas no relacionadas; y 2) oligonucleótidos, que son mucho más específicos y permiten discriminar entre genes que se diferencian en un único nucleótido (por ejemplo TEM-1 y TEM-2). La principal desventaja de estas técnicas de hibridación es su complejidad de realización. Para soslayar este inconveniente se ha diseñado una serie de primers específicos que permiten detectar, mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), las familias más importantes de betalactamasas (por ejemplo TEM, SHV). En algunos casos, la diferencia entre los miembros de estas familias estriba exclusivamente en una mutación concreta entre los genes. Existen en la actualidad diversas técnicas que permiten detectar mutaciones concretas a partir de productos de PCR; dos de ellas, la PCR-RFLP y la PCR-SSCP, se han utilizado para diferenciar genes de betalactamasas de la familia de las SHV. Una mutación concreta en el gen blaSHV que genera una sustitución del aminoácido Gly238 a Ser es la causa del cambio a una betalactamasa de espectro ampliado. Se ha comprobado que dicha mutación crea un lugar de restricción para la endonucleasa de restricción Nhe I. Por ello, la amplificación mediante PCR de la región que contiene este nucleótido y la posterior digestión con Nhe I es un método sencillo para distinguir entre SHV-1 y sus derivados de espectro ampliado. Por otro lado, la técnica de PCR-SSCP se ha utilizado también para diferenciar los diversos componentes de la familia de las betalactamasas SHV de espectro ampliado.

Como hemos mencionado a lo largo de esta exposición, en la actualidad se dispone de diversas técnicas sencillas y con elevada especificidad que nos permiten diferenciar entre las betalactamasas existentes. Distinguir entre betalactamasas es importante para la realización de estudios epidemiológicos, donde la presencia de un tipo de betalactamasa poco común permite el seguimiento de una cepa particular.

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